第３９卷第６期２０２０年１２月
电㊀子㊀显㊀微㊀学㊀报
ＪｏｕｒｎａｌｏｆＣｈｉｎｅｓｅＥｌｅｃｔｒｏｎＭｉｃｒｏｓｃｏｐｙＳｏｃｉｅｔｙ
Ｖｏｌ ３９ꎬＮｏ ６２０２０￣１２
文章编号:１０００￣６２８１(２０２０)０６￣０７７９￣０８㊀㊀
鲁雨晴１ꎬ２ꎬ崔亚宁１ꎬ２ꎬ张㊀原１ꎬ２ꎬ姚小敏１ꎬ２ꎬ李晓娟１ꎬ２∗
(１.北京林业大学林木分子设计育种高精尖创新中心ꎬ北京１０００８３ꎻ
２.北京林业大学生物科学与技术学院ꎬ林木育种国家工程实验室ꎬ北京１０００８３)
摘㊀要㊀㊀水通道蛋白是一种水分选择性跨膜运输的特异性孔道ꎬ介导水分子和小的不带电荷的溶质进行快速的跨膜运输ꎮ植物细胞可以调节水通道蛋白基因的表达㊁蛋白的翻译后修饰以及蛋白的亚细胞定位ꎬ通过多种方式调节细胞的水分运输能力从而响应逆境信号ꎮ定位在细胞质膜的水通道蛋白亚家 族ＰＩＰｓ是植物水通道蛋白最大的亚家族成员ꎬ对维持植物水分状态起着重要作用ꎮ本文重点介绍了ＰＩＰｓ蛋白的亚细胞定位㊁胞吞和胞吐循环以及蛋白质降解的调控机制ꎮ
关键词㊀㊀水通道蛋白ꎻ亚细胞定位ꎻ胞吐ꎻ胞吞
中图分类号:Ｑ９４６㊀㊀文献标识码:Ａ㊀㊀ｄｏｉ:１０ ３９６９/ｊ.ｉｓｓｎ.１０００￣６２８１ ２０２０ ０６ ０２０
收稿日期:２０２０－０２－０６ꎻ修订日期:２０２０－０４－１４基金项目：国家自然科学基金资助项目(Ｎｏ.３１６２２００５).
作者简介：鲁雨晴(１９９３－)ꎬ女(汉族)ꎬ山东人ꎬ研究生.Ｅ￣ｍａｉｌ:ｌｕｙｕｑｉｎｇ＠ｂｊｆｕ.ｅｄｕ.ｃｎ∗通讯作者：李晓娟(１９８１－)ꎬ女(汉族)ꎬ山东人ꎬ教授.Ｅ￣ｍａｉｌ:ｌｉｘｊ＠ｂｊｆｕ.ｅｄｕ.ｃｎ
㊀㊀自从１９２０年发现磷脂双分子层以来ꎬ水分的吸收和在亚细胞区室间的转运被认为是通过自由扩散的方式穿透脂质双分子层ꎮ然而ꎬ哺乳动物的分泌途径和植物的气孔开度调节需要快速的水分运输ꎬ简单的扩散方式不足以解释这些生理过程ꎮ为了解释这些过程ꎬＪｏｈｎｓｅｎ等在１９５３年提出水分是通过特定的孔隙来进行跨膜运输[１]ꎮ随后ꎬＡｇｒｅ等
在１９８８年分离纯化红细胞膜上的Ｒｈ血型抗原时ꎬ发现了一种分子量为２８ｋＤａ疏水性跨膜蛋白ꎬ并将此蛋白命名为ＣＨＩＰ２８[２]ꎬ该蛋白是细胞膜上转运水分的特异性通道蛋白ꎮ１９９３年ꎬＭａｕｒｅｌ等通过在非洲爪蟾(Ｘｅｎｏｐｕｓｌａｅｖｉｓ)卵母细胞中表达拟南芥液泡膜内在蛋白(ＡｔＴＩＰ１ꎻ１)并验证其功能ꎬ首次证实植
物中存在水通道蛋白[３]ꎮ１９９７年人类基因组命名委员会将ＣＨＩＰ２８蛋白正式命名为Ａｑｕａｐｏｒｉｎ￣ｌ(ＡＱＰｌ)ꎮ
水通道蛋白能促进水分子的快速跨膜运输ꎬ还
可以运输少量离子和小分子溶质ꎬ从而调节植物细胞渗透势ꎬ是细胞功能正常发挥不可或缺的ꎮ此外ꎬ近年来的研究还发现ꎬ水通道蛋白通过与其他蛋白的相互作用ꎬ调控植物对环境的应答ꎮＺｈａｎｇ等研究发现ꎬ缺水条件下ＲｈＰＩＰ２ꎻ１的丝氨酸残基发生磷酸化修饰ꎬ诱导质膜上的ＭＹＢ类转录因子ＲｈＰＴＭ进入细胞核ꎬ降低了碳水化合物合成相关基
因的表达ꎬ最终导致植株生长缓慢甚至进入休眠状态[４]ꎮ由此可见ꎬＰＩＰｓ不仅是水分跨膜运输的通道ꎬ也可作为快速响应水分胁迫信号的调节蛋白ꎬ
在抗逆调控机理中发挥功能ꎮ
１㊀植物水通道蛋白
１ １㊀植物水通道蛋白的分类
水通道蛋白属于高度保守的膜蛋白超家族ꎬ这类蛋白称为主要内在蛋白(ｍａｊｏｒｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓꎬＭＩＰｓ)ꎮ目前ꎬ在细菌㊁酵母㊁原生动物㊁古细菌㊁昆虫㊁哺乳动物和植物中已鉴定出超过８００个ＭＩＰｓꎮ
数控切割机系统水通道蛋白不仅能够促进水分㊁ＣＯ２以及不带电的小的溶质分子进行被动扩散[５]ꎬ还可运输甘油㊁尿素㊁ＮＨ３和活性氧等[６]ꎮＡＱＰｓ对Ｈ２Ｏ２的转运是动植物发生免疫反应的重要信号ꎮ研究发现ꎬ植物对细菌病原体丁香假单胞菌的免疫力以及脱落酸触
发的气孔关闭都需要ＡＱＰｓ转运Ｈ２Ｏ２[７]ꎮ根据底物特异性㊁蛋白质序列同源性以及亚细胞定位ꎬ植物中的水通道蛋白分为７类ꎬ包括质膜内在蛋白(ｐｌａｓｍａｍｅｍｂｒａｎｅｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓꎬＰＩＰｓ)㊁液泡膜内在蛋白(ｔｏｎｏｐｌａｓｔｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓꎬＴＩＰｓ)㊁类ＮＯＤ２６膜内在蛋白(ＮＯＤ２６￣ｌｉｋｅｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓꎬＮＯＤ２６ꎬＮＩＰｓ)㊁小的碱性膜内在蛋白(ｓｍａｌｌｂａｓｉｃｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓꎬＳＩＰｓ)㊁类ＧｌｐＦ膜内在蛋白质
㊀㊀电子显微学报㊀Ｊ.Ｃｈｉｎ.Ｅｌｅｃｔｒ.Ｍｉｃｒｏｓｃ.Ｓｏｃ.第３９卷
(ＧｌｐＦ￣ｌｉｋｅｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓꎬＧＩＰｓ)㊁混合膜内在蛋白(ｈｙｂｒｉｄｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓꎬＨＩＰｓ)和未分类的Ｘ膜内在蛋白(ｕｎｃａｔｅｇｏｒｉｚｅｄＸｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓꎬＸＩＰｓ)ꎮＰＩＰｓ可以根据Ｃ端和Ｎ端的序列特征进一步分为不同的亚型ꎬ例如ꎬ高等植物的水通道蛋白ＰＩＰｓ被划分为ＰＩＰ１㊁ＰＩＰ２和ＰＩＰ３ꎮ与ＰＩＰ１相比ꎬＰＩＰ２具有较短的Ｎ端结构域和较长的Ｃ端结构域以及胞外的Ａ环ꎮ植物中的水通道蛋白多样性高于动物ꎮ例如ꎬ在哺乳动物中仅有１３种ＡＱＰｓ[８]ꎬ而在拟南芥(Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓｔｈａｌｉａｎａ)㊁毛果杨(Ｐｏｐｕｌｕｓｔｒｉｃｈｏｃａｒｐａ)㊁大豆(Ｇｌｙｃｉｎｅｍａｘ)和陆地棉(Ｇｏｓｓｙｐｉｕｍｈｉｒｓｕｔｕｍ)中分别有３５㊁５５㊁６６和７１个成员[９]ꎮ在拟南芥和玉米(Ｚｅａｍａｙｓ)中均发现了１３种不同的ＰＩＰ亚型ꎬＰＩＰ１有５种(ＰＩＰ１ꎻ１￣ＰＩＰ１ꎻ５)ꎬＰＩＰ２有８种(ＰＩＰ２ꎻ１￣ＰＩＰ２ꎻ８)ꎻ水稻(Ｏｒｙｚａｓａｔｉｖａ)中有１１种不同的ＰＩＰ亚型ꎬＰＩＰ１有３种(ＰＩＰ１ꎻ１￣ＰＩＰ１ꎻ３)ꎬＰＩＰ２有８种(ＰＩＰ２ꎻ１￣ＰＩＰ２ꎻ８)[５]ꎬ水通道蛋白几乎分布在植物的所有器官中ꎮ
１ ２㊀植物水通道蛋白的结构
水通道蛋白是一种小而高度疏水的膜整合蛋白ꎬ其单体蛋白分子量在２３~３４ｋＤａ左右ꎬ具有高度保守的氨基酸序列ꎮＡＱＰｓ的典型特征包括六个α－跨膜螺旋(ＴＭ－１ ＴＭ－６)ꎬ五个亲水环(ＬｏｏｐＡ￣Ｅ)ꎬＮ－末端的ＡＥＦ(Ａｌａ￣Ｇｌｕ￣Ｐｈｅ)或ＡＥＦＸＸＴ基序[１０]ꎮ高度保守的Ｂ
环和Ｅ环上各带有天冬酰胺－脯氨酸－丙氨酸结构域(ＮＰＡｍｏｔｉｆｓ:ａｓｐａｒａｇｉｎｅ￣ｐｒｏｌｉｎｅ￣ａｌａｎｉｎｅꎬＮＰＡｓ) ＮＰＡ盒ꎮ关于水通道蛋白的三维拓扑模型(图１)ꎬ目前被人们广泛接受的是 沙漏模型 ꎬ含有ＮＰＡ结构域的Ｂ环和Ｅ环折向磷脂双分子层ꎬ同时水通道蛋白对称的两半部分相对角度为１８０ʎ[１１]ꎮ两个ＮＰＡ盒在磷脂双层中间形成了一个亲水通道ꎬ仅能容纳单个水分子通过ꎮＮＰＡ盒一侧的由Ｈ２和Ｈ５的２个残基和Ｅ环上的残基组成芳香族/精氨酸(ａｒｏｍａｔｉｃ/ａｒｇｉｎｉｎｅꎬＡｒ/Ｒ)区域能够对底物进行过滤筛选ꎮ保守的ＮＰＡ盒有助于水分子的选择性ꎬＮＰＡ盒在植物ＰＩＰｓ和ＴＩＰｓ中都高度保守ꎬ而在ＮＩＰ或ＳＩＰ中仅发现替代基序[１２]ꎮ每个水通道蛋白单体可以作为一个独立运输水分的功能单位ꎬ但大部分水通道蛋白在生物膜上以四聚体形式存在ꎬ少数以单体或二聚体形式存在ꎮ可以是同型水通道蛋白形成同源四聚体ꎬ也可以是异型水通道蛋白形成异源四聚体ꎮ通过亲和层析纯化证明ꎬ在非洲爪蟾卵母细胞中共表达㊀㊀㊀ＺｍＰＩＰ１ꎻ２和ＺｍＰＩＰ２ꎻ５ꎬ在其形成的异源四聚体中可以检测到同源二聚体和异源二聚体ꎮ参考ＳｏＰＩＰ２ꎻ１的晶体结构ꎬ利用软件模拟了ＺｍＰＩＰ１ꎻ２和ＺｍＰＩＰ２ꎻ５形成的异源四聚体ꎬ通过生物计量和
结构模拟等方法发现ꎬ在ＰＩＰ２ꎻ５和ＰＩＰ１ꎻ２中分
别存在５个和６个肯能与蛋白异源作用相关氨基
酸残基ꎮ进一步的点突变功能验证结果显示ꎬＺｍＰＩＰ１ꎻ２跨膜结构域５中的Ｐｈｅ２２０Ａｌａ突变ꎬ可以激活ＺｍＰＩＰ１ꎻ２的水通道活性ꎬ同时抑制同一异
源四聚体中的ＺｍＰＩＰ２ꎻ５的活性[１３]ꎮ由此可见ꎬ水通道蛋白聚合体的形成和功能调控机制非常
复杂ꎮ
１ ３㊀水通道蛋白功能的调控
水通道蛋白的功能调控存在多种模式ꎬ包括转
录调控㊁翻译后修饰ꎮ在缺水条件下ꎬ某些ＰＩＰｓ基
因的表达上调以促进水的运输并维持正常的生理
活动ꎬ而其他一些ＰＩＰｓ基因的表达可能下调以降低
水分的渗透性ꎬ从而避免植物过多的水分流失ꎮＰｏｕ等研究发现ꎬ高盐胁迫下ＡｔＰＩＰ２ꎻ７的表达在转录水平被快速抑制ꎬ导致ＡｔＰＩＰ２ꎻ７的ｍＲＮＡ水平显著下调[１４]ꎮ在水稻中超表达Ｔ
ｓＰＩＰ１ꎻ１能够调节水分运输ꎬ提高水稻的抗盐性[１５]ꎮ盐胁迫下ꎬ紫花苜蓿(Ｍｅｄｉｃａｇｏｓａｔｉｖａ)ＭｓＰＩＰ２ꎻ２的过表达提高了种子萌发率㊁存活率㊁脯氨酸含量和抗氧化防御活性ꎬ降低了细胞膜损伤和活性氧的积累[１６]ꎮ通过ｑＲＴ￣ＰＣＲ检测了丛枝菌根共生植物根系ＡＱＰｓ的表达量ꎬ在干旱条件下ＰｔＰＩＰｓ表达量下调ꎬ表明宿主植物中菌根介导的耐旱性可能与ＡＱＰｓ转录水平的复杂调控有关[１７]ꎮ以往大多数研究报道了磷酸化调控水孔的门控机制ꎬ例如菠菜质膜内在蛋白ＳｏＰＩＰ２ꎻ１的Ｘ射线晶体结构表明ꎬＳｏＰＩＰ２ꎻ１的氨基端和羧基端存在磷酸化位点ꎬ磷酸化会破坏分子间的作用力ꎬ使Ｄ环变得松弛而开启水孔开放的构象[１８]ꎮ最新的研究表明ꎬＢｖＰＩＰ２ꎻ２中的Ｌｅｕ２０６参与了细胞酸化引发的门控过程ꎬ其残基能够阻挡水分运输[１９]ꎮ磷酸化不仅参与ＰＩＰｓ的转运ꎬ而且能够控制质膜的靶向性ꎮＡｔＰＩＰ２ꎻ１靶向质膜需要Ｓｅｒ２８３发生磷酸化[２０]ꎬ在哺乳动物细胞中发现ＡＱＰ２从囊泡转运到质膜的过程中也受到磷酸化的影响[２１]ꎮ此外ꎬ胁迫条件下ＡｔＰＩＰ２ꎻ１的胞吞也受到不同程度的影响ꎮ最近ꎬ越来越多的研究揭示亚细胞转运在调节ＡＱＰｓ功能和植物水分运输方面发挥了重要作用ꎮ江苏南钢龙
０８７
㊀第６期鲁雨晴等：植物水通道蛋白ＰＩＰｓ亚细胞定位转运的研究进展
㊀㊀图２㊀ＰＩＰｓ在细胞内的转运途径ꎮ
Ｆｉｇ.２㊀Ｔｒａｎｓｐｏｒｔｐａｔｈｗａｙｏｆｐｌａｓｍａｍｅｍｂｒａｎｅｉｎｔｒｉｎｓｉｃｐｒｏｔｅｉｎｓ(ＰＩＰｓ)ｗｉｔｈｉｎｔｈｅ
重庆师范大学初等教育学院ｃｅｌｌ.
松江清真寺图１㊀水通道蛋白的结构和 沙漏模型 的示意图(根据参考文献[１１]修改)ꎮ
Ｆｉｇ.１㊀ＳｃｈｅｍａｔｉｃｄｉａｇｒａｍｏｆａｎＡＱＰａｎｄｔｈｅＨｏｕｒｇｌａｓｓｍｏｄｅｌ
(ｍｏｄｉｆｉｅｄａｃｃｏｒｄｉｎｇｔｏｒｅｆｅｒｅｎｃｅ[１１]).
２㊀植物ＰＩＰｓ蛋白的亚细胞转运
２ １㊀植物ＰＩＰｓ蛋白的胞吐
胞吐途径是蛋白 顺行 方向转运的主要路径(图２)ꎬ新合成的蛋白质靶向内质网膜再流向到高尔基体ꎬ随后依次流向质膜或细胞外基质[７]ꎮ
ＰＩＰｓ定位到质膜并发挥功能的胞吐途径需要
多种元件的协助ꎮ在玉米和拟南芥中ꎬ定点突变的结果揭示ＰＩＰ２ｓ依靠其内部序列基序定向转运到质膜[２２]ꎮ进一步的研究揭示ꎬ位于ＰＩＰ２ｓ氨基末端尾
部的双酸性元件与ＣＯＰＩＩ分选途径相互作用并严格纳米氧化铋
控制ＰＩＰ２ｓ从内质网的输出[２３]ꎮ随后ꎬ从内质网输出的蛋白经过高尔基体并依靠突触融合蛋白的作用使ＰＩＰｓ靶向质膜ꎮ
２ １ １㊀ＰＩＰｓ从内质网到高尔基体的转运过程
新合成的ＰＩＰｓ蛋白通过共翻译转运途径插入内质网腔中ꎬ错误折叠的蛋白质将被重新折叠或标记进行降解ꎮＰＩＰｓ作为非内质网驻留蛋白ꎬ会积累在ＥＲ膜的特定区域中ꎬ该聚集区域也被称为内质
网输出位点(ＥＲｅｘｐｏｒｔｓｉｔｅｓꎬＥＲＥＳｓ)[２４－２５]ꎮ之后ꎬＣＯＰＩＩ的组分介导ＥＲ输出的囊泡出芽过程ꎮ前人在酵母和动植物细胞中的研究表明蛋白中的双酸性元件(Ｄｉａｃｉｄｉｃｍｏｔｉｆｓ或Ｄ/ＥｘＤ/Ｅ)是蛋白质由ＥＲ输出的信号[２６]ꎮ在玉米中表达ＺｍＰＩＰ２ꎻ４和ＺｍＰＩＰ２ꎻ５时ꎬ可以观察到它们定位于质膜ꎮ然而ꎬ
将它们的双酸性元件ＤＩＥ突变后ꎬ这两种蛋白质会驻留在内质网上[２２]ꎮ此后ꎬ研究人员将ＡｔＰＩＰ２ꎻ１的ＤＶＥ双酸性元件突变后ꎬＡｔＰＩＰ２ꎻ１也驻留在内质网而不能正确定位到质膜[２３]ꎮ由此可见ꎬＰＩＰｓ转运到质膜的过程中会需要双酸性元件ꎮ但是ꎬ进一
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㊀㊀电子显微学报㊀Ｊ.Ｃｈｉｎ.Ｅｌｅｃｔｒ.Ｍｉｃｒｏｓｃ.Ｓｏｃ.第３９卷
步的研究显示它们并不是调节这个过程的唯一元
素ꎮ将含有ＤＩＥ双酸性元件的ＺｍＰＩＰ２ꎻ５的Ｎ－末
端部分与ＺｍＰＩＰ１ꎻ２融合后发现ＺｍＰＩＰ１ꎻ２没有定
位到质膜上ꎬ表明ＺｍＰＩＰ１ꎻ２可能存在较强的内质
网驻留信号[２２]ꎮ此外ꎬＺｍＰＩＰ２ꎻ１能够正确的定位到质膜上ꎬ但它不包含任何双酸性元件ꎬ推测可能
有其他的内质网输出信号ꎻＺｍＰＩＰ１ｓ的Ｎ端存在多
个双酸性元件(ＥＥＤ㊁ＤＫＤ或ＥＫＤ)ꎬ然而当ＺｍＰＩＰ１ｓ在叶肉原生质体单独表达时ꎬ仍然在内质网驻留[７]ꎮ
ＰＩＰｓ向质膜的转运也涉及到其他的结构域ꎬ例如ꎬＺｍＰＩＰ１ꎻ２和ＺｍＰＩＰ２ꎻ５的ＴＭ３结构域内氨基酸残基的定点突变结果显示ꎬＺｍＰＩＰ２ꎻ５的Ｌｅｕ１２７和Ａｌａ１３１残基是蛋
白在胞吐途径中的顺行运输所必需的ꎻ进一步的研究发现ꎬＰＩＰ２ｓ的ＴＭ３结构域中存在一个高度保守的基序ＬｘｘｘＡꎬ能够调控蛋白从ＥＲ中输出ꎬ这些研究揭示了ＴＭ３结构域是影响ＺｍＰＩＰｓ向质膜定位的关键区域[２７]ꎮ
２ １ ２㊀ＰＩＰｓ从ＴＧＮ到质膜上的转运过程
新合成的质膜蛋白通常在高尔基体和反面高
尔基体管网结构(Ｔｒａｎｓ￣ＧｏｌｇｉｎｅｔｗｏｒｋꎬＴＧＮ)内加工
后运到质膜ꎮ在玉米叶肉原生质体中观察到高尔
基体标记蛋白ＳＴ￣ｍＹＦＰ和ｍＣＦＰ￣ＺｍＰＩＰ２ꎻ５的共定
位ꎬ表明ＰＩＰｓ的运输经过了高尔基体ꎮ同时ꎬＺｍＰＩＰ２ꎻ５还与ＴＧＮ标记蛋白ＶＴＩ１２共定位ꎬ进一步证明ＰＩＰｓ的亚细胞转运经过了反面高尔基体管网结构[２８]ꎮ此外ꎬＰＩＰｓ向质膜的运输受到ＳＮＡＲＥｓ(ｓｏｌｕｂｌｅＮ￣ｅｔｈｙｌｍａｌｅｉｍｉｄｅ￣ｓｅｎｓｉｔｉｖｅｆａｃｔｏｒｐｒｏｔｅｉｎａｔｔａｃｈｍｅｎｔｐｒｏｔｅｉｎｒｅｃｅｐｔｏｒꎬＳＮＡＲＥｓ)复合体的调控ꎬＳＮＡＲＥｓ复合体可以介导内膜系统的膜泡与靶膜融合[２９]ꎮＳＮＡＲＥｓ复合体中的突触融合蛋白ＳＹＰ１２１是定位于质膜的可溶性Ｎ－乙基马来酰亚胺－敏感因子结合蛋白受
体ꎬ起到将膜结构融合的作用ꎮＢｅｓｓｅｒｅｒ等利用亲和层析纯化㊁双分子荧光互补和ＦＲＥＴ等一系列实验证明了ＺｍＰＩＰ２ꎻ５定位到质膜需要与ＳＹＰ１２１相互作用[３０]ꎮ对拟南芥中水通道蛋白的研究显示ꎬＡｔＰＩＰ２ꎻ７的转运与两个突触融合蛋白有关ꎬＳＹＰ６１和ＳＹＰ１２１发生特异性相互作用形成一个ＳＮＡＲＥｓ复合物ꎬ使ＡｔＰＩＰ２ꎻ７定位到质膜上[３１]ꎮ
鉴于ＳＮＡＲＥｓ具有广泛的亚细胞定位ꎬ人们很
容易推断不同的ＳＮＡＲＥｓ复合体可能在运输的不同
阶段调控水通道蛋白的转运ꎮＶＡＭＰ７２１和ＶＡＭＰ７２２是两个密切相关的Ｒ￣ＳＮＡＲＥｓꎬ通过ＴＧＮ或早期内涵体区室参与质膜分泌运输ꎮ在ｖａｍｐ７２１ｖａｍｐ７２２双突变体中ꎬＰＩＰ２ꎻ１￣ＧＦＰ在质膜的定位受到严重破坏ꎬ而液泡膜水通道蛋白ＴＩＰ１ꎻ１￣ＧＦＰ的定位与野生型相比没有受到影响ꎬ由此可见ＳＮＡＲＥｓ复合体对不同水通道蛋白成员的调控机制
不同ꎮ虽然ＶＡＭＰ７２１或ＶＡＭＰ７２２是否与ＰＩＰｓ直接相互作用仍有待确定ꎬ但已有研究显示其对ＰＩＰｓ定位的调控并不需要二者之间发生物理互作[３２]ꎮ２ ２㊀植物ＰＩＰｓ蛋白的胞吞
真核生物的内吞作用ꎬ也称胞吞作用ꎬ是指质膜内陷将所摄取的物质进行包裹ꎬ逐渐形成小泡㊁脂双层融合㊁断裂㊁脱离质膜进入细胞内的过程ꎬ是细胞物质运输的逆行路径也可以作为回收机制[３３]ꎮ２ ２ １㊀ＰＩＰｓ蛋白的胞吞方式
植物中研究最为深入的胞吞方式是由网格蛋白包被膜泡(Ｃｌａｔｈｒｉｎ￣ｃｏａｔｅｄｖｅｓｉｃｌｅｓꎬＣＣＶｓ)介导的ꎮ网格蛋白介导的胞吞需要接头复合物ＡＰ－２的ｍ２亚基与货物蛋白ＹｘｘØ胞吞基序间的相互作用[３４]ꎮ所有ＰＩＰｓ的Ｃ末端都存在ＹｘｘØ基序ꎬ虽然现有研究并未检测到ＰＩＰｓ的ＹｘｘØ基序与ｍ２亚基的直接相互作用ꎬ但使用ＴｙｒｐｈｏｓｔｉｎＡ２３(可以阻止网格蛋白ＡＰ－２接头复合物的ｍ２亚基与货物蛋白ＹｘｘØ胞吞基序间的相互作用)处理时ꎬＡｔＰＩＰ２ꎻ１的胞吞被减弱ꎮ在网格蛋白重链缺失的突变体中检测ＰＩＰ２ꎻ１胞吞进一步证实ꎬＰＩＰｓ由网格蛋白介导的途径进行胞吞[３５]ꎮ同时ꎬ为深入研究在不同条件下ＰＩＰ２ꎻ１的胞吞途径ꎬ荧光互相关光谱技术(ｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅｃｒｏｓｓ￣ｃｏｒｒｅｌａｔｉｏｎｓｐｅｃｔｒｏｓｃｏｐｙꎬＦＣＣＳ)被用来对蛋白之间的相互作用进行量化分析[３６]ꎮ有趣的是在高渗胁迫条件下ꎬＡｔＰＩＰ２ꎻ１不仅通过网格蛋白介导的途径胞吞ꎬ也会通过不依赖网格蛋白的胞吞途径内化进入细胞ꎬ表明质膜蛋白进行胞吞时可以有多条胞吞途径ꎬ这些胞吞途径的选择取决于植物所面临的环境条件[３７]ꎮ
２ ２ ２㊀ＰＩＰｓ蛋白胞吞后循环回膜
ＰＩＰｓ胞吞进入细胞后可以与分选微管连接蛋白(ｓｏｒｔｉｎｇｎｅｘｉｎ１ꎬＳＮＸ１)共定位ꎬ说明ＰＩＰｓ被分选进入ＳＮＸ１区室ꎮＳＮＸ１区室属于ＴＧＮ和多泡体的中间区域[３８]ꎮＴＧＮ成熟的同时也会分泌囊泡ꎬ分泌泡最终靶向质膜[３９－４０]ꎮ在ＴＧＮ中发现的ＰＩＰｓ主要通过分
泌膜泡和ＣＣＶｓ直接循环到质膜或在ＳＮＸ１区室中转运ꎬ也可以运输到多泡体中进行循环利用或降解ꎮ
布雷菲德菌素Ａ(ＢｒｅｆｅｌｄｉｎＡꎬＢＦＡ)是一种真
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㊀第６期鲁雨晴等：植物水通道蛋白ＰＩＰｓ亚细胞定位转运的研究进展㊀㊀
菌毒素ꎬ可抑制ＡＲＦ￣ＧＥＦ(某些腺苷核糖基化因子小ＧＴＰ酶)ꎬ如ＧＮＯＭꎬ从而抑制再循环内涵体转运至质膜的过程ꎮ因此ꎬＢＦＡ处理可以引发一些蛋白的聚集ꎬ形成ＢＦＡｂｏｄｙꎮ用ＢＦＡ处理拟南芥观察到
ＰＩＰｓ出现在ＢＦＡｂｏｄｙ中ꎬ表明ＰＩＰｓ的组成型循环经由ＡＲＦ￣ＧＥＦ介导的途径[４１]ꎮ最近一项基因筛查发现一种新蛋白ＢＥＸ５ꎬ可调节ＰＩＰ从ＴＧＮ到质膜的运输[４２]ꎮ与野生型相比ꎬ在ｂｅｘ５－１突变体中ꎬ经ＢＦＡ处理并洗脱后由ＰＩＰ２ꎻ１￣ＧＦＰ形成的ＢＦＡｂｏｄｙ仍然存在ꎬ表明ＢＥＸ５参与了ＰＩＰｓ从ＴＧＮ循环到质膜的胞吐[４２]ꎮＡｔＰＩＰ２ꎻ１从质膜的组成型胞吞是由网格蛋白介导的ꎬ而在盐胁迫条件下ꎬｔｙｒｐｈｏｓｔｉｎＡ２３不能完全抑制ＰＩＰｓ的胞吞作用ꎬ但ＢＦＡ仍会阻碍胞吐作用[４３]ꎬ说明胁迫条件下ＰＩＰｓ的胞吞存在多条途径ꎮ
STUDYON
２ ２ ３㊀ＰＩＰｓ蛋白的降解
在干旱㊁盐碱和高温等恶劣环境下ꎬ陆生植物自身的水分平衡调节是保证其正常生长的必要条件ꎮ植物为了应对环境的变化ꎬ通过改变自身组织中ＰＩＰｓ的表达和活性来调节水分平衡ꎮ膜蛋白能够通过被泛素化靶向蛋白酶体或自噬体途径被输送到液泡进行降解[４４]ꎮ研究发现环膜锚定Ｅ３泛素连接酶Ｒｍａ１Ｈ１和ＡｔＰＩＰ２ꎻ１发生相互作用ꎮＲｍａ１Ｈ１定位在内质网膜中ꎬ能够抑制ＡｔＰＩＰ２ꎻ１从ＥＲ转运到质膜ꎬ导致泛素化的ＡｔＰＩＰ２ꎻ１通过蛋白酶体途径降解[４５]ꎮＨａｃｈｅｚ等在拟南芥的研究中确定了水通道蛋白降解和细胞内转运之间的一种非常新颖的联系[４６]ꎮＴＳＰＯ是一种富含氨酸的转运蛋白ꎬ它作为多应激调节器能够调控ＡｔＰＩＰ２ꎻ７的表达量[４７]ꎮ通过ＢｉＦｃ实验证明ＡｔＰＩＰ２ꎻ７与ＴＳＰＯ在内质网和高尔基体发生相互作用[４８]ꎮ随后利用自噬体途径将复合物定向到液泡降解ꎬ这一过程受到脱落酸诱导[４６]ꎮ因此ꎬ植物细胞在水分胁迫下可以通过多种途径降解水通道蛋白ꎬ从而调节细胞膜的渗透性ꎮ
３㊀ＰＩＰｓ蛋白的亚细胞定位
用经典的激光共聚焦显微镜观察时ꎬ正常条件下ＰＩＰｓ￣ＧＦＰ的荧光信号在质膜上是连续分布的ꎻ而有些膜蛋白ꎬ例如钾离子通道蛋白ＫＡＴ１会定位于质膜的点状结构中[３０]ꎮ利用荧光漂白后恢复技术对ＡｔＰＩＰ２ꎻ１的侧向迁移率进行分析ꎬ发现ＥＲ驻留的ＡｔＰＩＰ２ꎻ１突变体在ＥＲ膜上
的侧向迁移率较高ꎬ而质膜定位的野生型ＡｔＰＩＰ２ꎻ１在正常生长条件下显示出相对低的侧向迁移率[４９]ꎮ应用全内反射显微术(ｔｏｔａｌｉｎｔｅｒｎａｌｒｅｆｌｅｃｔｉｏｎｆｌｕｏｒｅｓｃｅｎｃｅｍｉｃｒｏｓｃｏｐｙꎬＴＩＲＦＭ)结合单颗粒追踪(ｓｉｎｇｌｅｐａｒｔｉｃｌｅｔｒａｃｋｉｎｇꎬＳＰＴ)对ＡｔＰＩＰ２ꎻ１的动态进行高时空分辨率分析ꎬ发现ＡｔＰＩＰ２ꎻ１在植物活细胞中表现出高度异质性的膜扩散动力学特征[３７]ꎬ也证明了ＡｔＰＩＰ２ꎻ１在膜筏微域中的定位ꎮ膜筏微域是细胞质膜上富含固醇类和鞘脂类的微结构域ꎬ大小为１０~２００ｎｍ高度动态的结构[５０]ꎮ此前ꎬ蛋白质组学结果显示ꎬ在抗去垢剂抽提膜微域(膜筏)中可以鉴定到ＰＩＰｓ蛋白[５１]ꎮ利用固醇染剂ｆｉｌｉｐｉｎ和膜筏标记蛋白ｆｌｏｔ１与ＡｔＰＩＰ２ꎻ１共定位研究显示ꎬＡｔＰＩＰ２ꎻ１定位在质膜上时ꎬ在膜筏和非膜筏区域呈现动态分布[３７]ꎮ值得注意的是ꎬＡｔＰＩＰ２ꎻ１和拟南芥其他膜白的低侧向迁移率与很多因素有关ꎬ例如蛋白质相互作用㊁细胞骨架以及细胞壁等都会影响膜定位蛋白的侧向位移[５２]ꎮ虽然大多数植物的质膜ＡＱＰｓ在细胞膜上是相对均匀的分布ꎬ但也有少数亚型存在极性定位ꎮＺｍＰＩＰ２ꎻ５优先在玉米根表皮细胞的外表面表达ꎬ而ＯｓＰＩＰ２ꎻ１和ＯｓＰＩＰ２ꎻ５则优先表达于水稻根内胚层细胞的内表面[５３]ꎮＰＩＰｓ的亚细胞定位还与蛋白的寡聚化有关ꎮ之前的研究证明ꎬＺｍＰＩＰ１ꎻ２和ＺｍＰＩＰ２ꎻ５在玉米细胞中单独表达时ꎬＺｍＰＩＰ１ꎻ２驻留在内质网ꎬＺｍＰＩＰ２ꎻ５则定位在质膜上ꎬ而ＺｍＰＩＰ１ꎻ２和ＺｍＰＩＰ２ꎻ５的共表达时ＺｍＰＩＰ１ꎻ２定位到质膜[２２]ꎮ
４㊀展望
近年来ꎬ植物水通道蛋白的研究取得了快速进展ꎬ其生物学功能以及参与的生理过程受到越来越多的关注ꎮ迄今为止ꎬ人们对植物水通道蛋白的分类㊁亚细胞定位㊁胞吞胞吐和翻译后修饰有了较为深入的了解ꎬ然而仍有一些问题需要继续研究ꎬ例如在ＰＩＰｓ转运过程中是否存在其他的内质网输出信号ꎻＳＮＡＲＥｓ蛋白与ＰＩＰｓ的精确转运机制ꎻＲｍａ１Ｈ１是否直接抑制ＰＩＰ２ꎻ１的转运ꎬ诸多问题都尚未得到明确证实ꎮ利用先进的技术深入探究水通道蛋白复杂的调控网络ꎬ系统阐明ＰＩＰｓ的转运动态ꎬ对于了解植物细胞如何调节细胞膜的水分渗透性具有重要意义ꎮ
参考文献:
[１]㊀ＫＯＥＦＯＥＤ￣ＪＯＨＮＳＥＮＶꎬＵＳＳＩＮＧＨＨ.ＴｈｅｃｏｎｔｒｉｂｕｔｉｏｎｓｏｆｄｉｆｆｕｓｉｏｎａｎｄｆｌｏｗｔｏｔｈｅｐａｓｓａｇｅｏｆＤ２Ｏ
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