一、实验目的和要求
1．组织学生观看药理学实验教学的录像，帮助学生直观地了解常用的药理学实验方法和操作，并通过后续的动物实验进一步巩固和熟悉动物实验的基本操作技术。
2．学习动物捉持、性别辨认、称重、标记、去毛、给药(灌胃、皮注、肌注、腹腔注射、静脉注射、淋巴囊注射)、采血、麻醉、解剖、缝合、处死等动物实验基本技术。 二、主要仪器设备
昆明种小白鼠（每人操作一只），体重18～22g，雌雄不限。鼠笼、电子天平、烧杯、毛笔、1%溶液、手术剪（弯尖）、灌胃器、蒸馏水、注射器（1mL）、针头（5~10号）、微量注射器（25、50或100μL）、小鼠尾静脉注射固定筒、台灯、1.5mL离心管、肝素、乙醚、脱脂棉、基础外科手术器械（套）、医用缝合针线（套）、红霉素软膏。
三、实验方法
(1)动物捉持
小白鼠：右手抓住鼠尾，放在台上或鼠笼盖铁丝网下，然后用左手拇指沿其背部向前抓住其颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住其尾固定在手上。另一抓法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾尖，后用手掌及小指夹住其尾巴，再以拇指及食指捉住其颈部皮肤。前一方法易学，另一方法稍难，但便于快速捉拿给药。 (2) 性别辨认
药理学实验常用的动物中，较大的动物(如家兔、猫、犬等)可以从生殖器分辨其性别，而较小的动物(如小白鼠、大白鼠、豚鼠等)的性别鉴别，通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断，距离近者为雌性，距离远者为雄性。
(3) 称重
scop-369将小鼠置于50mL小烧杯内，将烧杯置于电子天平上，待小鼠稳定后读数。
(4) 标记
药理实验中常用多只动物同时进行实验，为避免混乱应将动物进行编号。实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别，以便于观察。常用的方法有染法、耳缘剪孔法、烙印法和号牌法等，可根据实验目的、动物种类和具备的条件选用，一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。小白鼠、大白鼠及白家兔等用黄涂于动物不同部位进行染标记而编号。例如在小白鼠，右前肢皮肤外侧涂标记为1号，腹部右外侧皮肤涂标记为2号，右后肢皮肤外侧涂标记为3号，头部皮肤涂标记为4号，背部正中皮肤标记为5号，尾巴根部标记为6号，7、8、9号在左侧同1、2、3号，第10号不涂黄。大白鼠的编号与小白鼠相同。
无石棉刹车片(5) 去毛
用弯尖手术剪将动物手术部位的毛发剪掉，用75%乙醇擦洗祼露的皮肤。
(6) 给药
小鼠灌胃（PO）法：将小鼠固定后，右手持装有灌胃器的注射器，自口角外插入口腔，沿上颚插入食道。如遇阻力，可将注射器拔出再插，以免穿破食道或误入气管，造成动物死亡。灌胃容量一般为0.1—0.2ml/10g，不超过0.5ml/只。
小鼠皮下注射法：两人合作，一人一手抓住小白鼠头部皮肤，另一手抓住鼠尾。另一人注射药物。注射部位在背部皮下组织。如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好药液的注射器针头插入背部皮下组织。如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好的药液的注射器针头插入背部皮下将药注入。注射量不超过0.5ml/只。
小鼠腹腔注射法：左手持鼠，右手持注射器从下腹左或右侧（避开膀胱）朝头部方向刺入，宜先刺入皮下，经2—3mm再刺入腹腔，此时针头与腹壁的角度约45度。针尖插入不宜太深或太近上腹部，避免刺破内脏，注射量一般为0.1—0.25ml/只。
小鼠尾静脉注射法：将小鼠置于固定器内，使其尾巴露出，用70%酒精擦尾部，或将鼠尾浸入50℃热水中。待尾部静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。注射容量不超过0.5ml/只。
(7) 采血（录像演示）
小鼠和大鼠
剪尾取血法：将清醒鼠装入深颜的布袋中，将鼠身裹紧，露出尾巴，用酒精涂擦或用温 水浸泡使血管扩张，剪断尾尖后，尾静脉血即可流出，用手轻轻地从尾根部向尾尖挤捏，可取到一定量的血液。取血后，用棉球压迫止血。也可采用交替切割尾静脉方法取血。用一锋利刀片在尾尖部切破一段尾静脉，静脉血即可流出，每次可取年龄识别0.3～0.5 ml，供一般血常规实验。三根尾静脉可替换切割，由尾尖向根部切割。由于鼠血易凝，需要全血时，应事先将抗凝剂置于采血管中，如用血细胞混悬液，则立即与生理盐水混合。
眼球后静脉丛取血法：左手持鼠，拇指与中指抓住颈部皮肤，食指按压头部向下，阻滞静脉回流，使眼球后静脉丛充血，眼球外突。右手持1％肝素溶液浸泡过的自制吸血器，从内呲部刺入，沿内下眼眶壁，向眼球后推进4～5 mm，旋转吸血针头，切开静脉丛，血液自动进入吸血针筒，轻轻抽吸血管(防止负压压迫静脉丛使抽血更困难)，拔出吸血针，放松手压力，出血可自然停止。也可用特制的玻璃取血管(管长7～10 cm，前端拉成毛细管，内径0.1～多聚磷酸盐1.5 mm，长为1 cm，后端管径为0.6 cm)。必要时可在同一穿刺孔重复取血。此法也适用豚鼠和家兔。
眼眶取血法：左手持鼠，拇指与食指捏紧头颈部皮肤，使鼠眼球突出，右手持弯镊或止血钳，钳夹一侧眼球部，将眼球摘出，鼠倒置，头部向下，此时眼眶很快流血，将血滴入预
先加有抗凝剂的玻璃管内，直至流血停止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断跳动，一般可取鼠体重4％～5％的血液量，是一种较好的取血方法，但只适用一次性取血。
浮油收集器
心脏取血：动物仰卧固定于鼠板上，用剪刀将心前区毛剪去，用碘酒、酒精消毒此处皮肤，在左侧第3～吸附剂再生4肋间用左手食指摸到心搏，右手持连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针头正确刺入心脏时，鼠血由于心脏跳动的力量，血自然进入注射器。
断头取血：实验者带上棉手套，用左手抓紧鼠颈部位，右手持剪刀，从鼠颈部剪掉鼠头迅速将鼠颈端向下，对准备有抗凝剂的试管，收集从颈部流出的血液，小鼠可取血0.8～1.2 ml，大鼠可取血5～10 ml。
颈动静脉、股动静脉取血：麻醉动物背位固定，一侧颈部或腹股沟部去毛，切开皮肤，分离出静脉或动脉，注射针沿动静脉走向刺入血管。20 g小鼠可抽血0.6 ml，300 g大鼠可抽血8 ml。也可把颈静脉或颈动脉用镊子挑起剪断，用试管取血或注射器抽血，股静脉连续多次取血时，穿刺部位应尽量靠近股静脉远心端。
(8) 麻醉
实验动物麻醉
麻醉药的选择
进行在体动物实验宜用清醒状态的动物，这样将更接近生理状态。但在一些急、慢性实验中，施行手术前或实验时为了消除疼痛或减少动物挣扎而影响实验结果，必须对动物进行麻醉，以利于实验顺利进行。麻醉药的种类较多，作用原理也各有不同，它们除能抑制中枢神经系统外，还可引起其他生理机能的变化。理想的麻醉药应具备下列三个条件：①麻醉完善，实验过程中动物无挣扎或呜叫现象，麻醉时间大致满足实验要求；②对动物的毒性及所观察的指标影响最小；③使用方便。麻醉药需根据动物的种类和不同实验手术的要求选择，麻醉必须适度，过浅或过深都会影响手术或实验的进程和结果。
常用麻醉有下列两种形式：
一、局部麻醉
常用5～10 g/l普鲁卡因，动物实验中多采用局部皮下浸润麻醉。剂量按所需麻醉面积的大小而定，一般不超过50 mg/kg。
二、全身麻醉
1. 吸入麻醉 乙醚(ether)为吸入性麻醉药，可用于各种动物，尤其是时间短的手术或实验。将乙醚滴在棉球上放入玻璃罩内，利用其挥发的性质，经呼吸道进入肺泡，对动物进行麻醉。吸入后约15～20 min开始发挥作用。其优点：麻醉深度易于掌握，比较安全，术后动物苏醒较快。缺点：需要专人管理，在麻醉初期常出现强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作用，使粘液分泌增加，易阻塞呼吸道而发生窒息。对于经验不足的操作者，用乙醚麻醉动物时，容易因麻醉过深而致动物死亡。另外乙醚易燃、易爆，对人亦有作用，使用时应避火、通风，并注意安全。
2. 注射麻醉
类 各种类药物的吸收和代谢速度不同，其作用时间亦长短不一。钠(sodium pentobarbital)在实验中最为常用。该品为白粉末，常配成1％～3％水溶液由静脉或腹腔给药。一次给药麻醉的有效作用时间持续为3～5 h，属中效类。静脉注射时，前1/3剂量可快速注射，以快速度过兴奋期；后2/3剂量则应缓慢注射，并密切观察动物的肌肉紧张状态、呼吸频率和深度及角膜反射。动物麻醉后，常因麻醉药作用、肌肉
松弛和皮肤血管扩张，致使体温缓慢下降，所以应设法保温。硫喷妥钠(sodillm thiopental)为浅黄粉末，其水溶液不稳定，故需在使用之前临时配制成2.5％～5％溶液经静脉注射。—次给药可维持0.5～1 h。实验时间较长时可重复给药，维持量为原剂量的1/l0～1/5。适用于较短时程的实验，属短效或超短效类。类对呼吸中枢有较强的抑制作用，麻醉过深时，呼吸活动可完全停止。故应注意防止给药过多、过快。对心血管系统也有复杂的影响，故这类药物不用于研究心血管功能的实验动物麻醉。
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