1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；
2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的；
3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物；
4、 根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物；
5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物；
6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物；
7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；
隧洞衬砌
8、 供实验用的动物应具备质量合格证。
（二）、常用实验动物的特点
1、小白鼠
是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及物的研究等。
阳光天井 2、 大白鼠
自制室内单杠与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
3、豚鼠
是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。
（三）、实验动物选择的注意事项
由于动物对外界刺激的反应存在个体差异，在选择实验动物时，还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。
二、实验动物的性别鉴别与编号
（一）、 实验动物的性别鉴别
药理学实验常用的动物中，较大的动物(如家兔、猫、犬等)可以从生殖器分辨其性别，而较小的动物(如小白鼠、大白鼠、豚鼠等)的性别鉴别，通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断，距离近者为雌性，距离远者为雄性。
智能抄表 （二）、实验动物的编号
药理实验中常用多只动物同时进行实验，为避免混乱应将动物进行编号。实验动物编号的
目的在于将观察范围内的同种动物进行区别，以便于观察。常用的方法有染法、耳缘剪孔法、烙印法和号牌法等，可根据实验目的、动物种类和具备的条件选用，一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。小白鼠、大白鼠及白家兔等用黄涂于动物不同部位进行染标记而编号。例如在小白鼠，右前肢皮肤外侧涂标记为1号，腹部右外侧皮肤涂标记为2号，右后肢皮肤外侧涂标记为3号，头部皮肤涂标记为4号，背部正中皮肤标记为5号，尾巴根部标记为6号，7、8、9号在左侧同1、2、3号，第10号不涂黄。大白鼠的编号与小白鼠相同。
第二节 实验动物的捉拿、给药和处死方法
（一）、小白鼠、大白鼠
1、捉拿法：小白鼠 可采取双手法和单手法两种形式。
双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1)，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
大白鼠 容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部(图2)。不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。
2、给药方法
小白鼠
（1）、灌胃(po)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道(图3)，如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。常用灌胃量为～ ml/10g。 （2）、皮下注射(ih)：可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。注药量一般为～ ml/10g。
自制自慰器 （3）、肌肉注射(im)：一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。注射量一般不超过～ ml/只。
（4）、静脉注射(iv)：将小鼠置入固定器，酒精涂擦尾部，以使血管扩张。自尾部末端刺入，刺入血管后抽针芯可见回血。常用注射量为～ ml/10g。 （5）、腹腔注射(ip)：将小鼠固定后，从下腹部外侧进针，深度较皮下注射深(图4)。常用注射量为～ ml/10g。
大鼠 灌胃、腹腔注射、皮下注射及尾静脉注射与小鼠相似。静脉注射也可在麻醉下行舌下静脉注射。
3、处死方法
（1）、颈椎脱位法：
术者左手持镊子或用拇指、食指固定小鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力向后
上方牵拉，听到鼠颈部喀擦声即颈椎脱位，脊髓断裂，鼠瞬间死亡。
（2）、打击法：用手抓住鼠的尾并提起，朝地面用力撞击鼠头致死（也可用小木锤用力打击鼠头
（3）、吸入麻醉法：吸过量的乙醚。
（4）、大量放血法：可采用眼眶动、静脉放血致死。
（5）、空气栓塞法：将空气急速注入静脉致死。小白鼠可注入空气。
（三）、豚鼠
1、捉拿法：
豚鼠性情温顺不咬人，可用左手直接从背侧握持前部躯干，体重小者用一只手捉持，体重
大者宜用双手，右手托住臀部(图6)
2、给药方法
灌胃（见图6）、皮下注射、肌肉注射及腹腔注射方法基本同小鼠，给药量稍多。静脉注射可选后脚掌外侧静脉或颈外静脉
3、处死方法
豚鼠可采用注射麻醉法，即注射钠麻醉处死。豚鼠可注射麻醉剂量的3倍以上的量腹腔内注射。还可采用吸入麻醉法。
一、小鼠和大鼠
1、剪尾取血法：
将清醒鼠装入深颜的布袋中，将鼠身裹紧，露出尾巴，用酒精涂擦或用温水浸泡使血管扩张，剪断尾尖后，尾静脉血即可流出，用手轻轻地从尾根部向尾尖挤捏，可取到一定量的血液。取血后，用棉球压迫止血。也可采用交替切割尾静脉方法取血。用一锋利刀片在尾尖部切破一段尾静脉，静脉血即可流出，每次可取～ ml，供一般血常规实验。三根尾静脉可替换切割，由尾尖向根部切割。由于鼠血易凝，需要全血时，应事先将抗凝剂置于采血管中，如用血细胞混悬液，则立即与生理盐水混合。
2、眼球后静脉丛取血法：
左手持鼠，拇指与中指抓住颈部皮肤，食指按压头部向下，阻滞静脉回流，使眼球后静脉丛充血，眼球外突。右手持1％肝素溶液浸泡过的自制吸血器，从内呲部刺入，沿内下眼眶壁，向眼球后推进4～5 mm，旋转吸血针头，切开静脉丛，血液自动进入吸血针筒，轻轻抽吸血管(防止负压压迫静脉丛使抽血更困难)，拔出吸血针，放松手压力，出血可自然停
止。也可用特制的玻璃取血管(管长7～10 cm，前端拉成毛细管，内径～ mm，长为1 cm，后端管径为 cm)。必要时可在同一穿刺孔重复取血。此法也适用豚鼠和家兔。
3、眼眶取血法：
左手持鼠，拇指与食指捏紧头颈部皮肤，使鼠眼球突出，右手持弯镊或止血钳，钳夹一侧眼球部，将眼球摘出，鼠倒置，头部向下，此时眼眶很快流血，将血滴入预先加有抗凝剂的玻璃管内，直至流血停止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断跳动，一般可取鼠体重4％～5％的血液量，是一种较好的取血方法，但只适用一次性取血。
4、心脏取血：
动物仰卧固定于鼠板上，用剪刀将心前区毛剪去，用碘酒、酒精消毒此处皮肤，在左侧第3～4肋间用左手食指摸到心搏，右手持连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针头正确刺入心脏时，鼠血由于心脏跳动的力量，血自然进入注射器。
5、断头取血：
实验者带上棉手套，用左手抓紧鼠颈部位，右手持剪刀，从鼠颈部剪掉鼠头迅速将鼠颈端向下，对准备有抗凝剂的试管，收集从颈部流出的血液，小鼠可取血～ ml，大鼠可取血5～10 ml。
6、颈动静脉、股动静脉取血：
麻醉动物背位固定，一侧颈部或腹股沟部去毛，切开皮肤，分离出静脉或动脉，注射针沿动静脉走向刺入血管。20 g小鼠可抽血 ml，300 g大鼠可抽血8 ml。也可把颈静脉或颈动脉用镊子挑起剪断，用试管取血或注射器抽血，股静脉连续多次取血时，穿刺部位应尽量靠近股静脉远心端。
二、豚鼠智能一体机
1、心脏取血：
需二人协作进行，助手以两手将豚鼠固定，腹部面向上，术者用左手在胸骨左侧触摸到心脏搏动处，一般在第4～6肋间、选择心跳最明显部位进针穿刺。针头进入心脏，则血液随心跳而进入注射器内，取血应快速，以防在试管内凝血。如认为针头已刺入心脏，但还未
出血时，可将针头慢慢退出一点即可。失败时应拔出重新操作，切忌针头在胸腔内左右摆动，以防损伤心脏和肺脏而致动物死亡。此法取血量大，可反复采血。
2、背中足静脉取血：
助手固定动物，将其右或左后肢膝关节伸直提到术者面前，术者将动物脚背用酒精消毒，出背中足静脉，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿注射针刺入静脉，拔针后立即出血，呈半球状隆起，用纱布或棉花压迫止血。可反复取血，两后肢交替使用。
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