一种高效促进作物生长的棘孢木霉生物有机肥及应用

本发明属于生物有机肥领域，具体涉及一种高效促进作物生长的棘孢木霉生物有机肥及应用。

木霉(Trichoderma)是一种快速生长的土壤真菌，能产生大量孢子(Monfifil etal.，2014)。木霉的生殖方式包括有性生殖和无性生殖两种：有性生殖命名为Hypocrea，无性生殖命名为 Trichoderma。有性生殖为特殊的生殖形式的存在，能促进木霉属的进化，增加木霉的基因多样性。其中部分木霉属已丧失有性生殖方式，进化成独立的种，如T.longibrachiatum、T.harzianum 和T.parareesei(Druzhinina et al.，2011)。木霉能适应多种的生态系统，并且在生态系统健康中发挥着重要作用。

大量研究表明木霉菌株对植物生长具有显著促进作用。美国和俄国科技人员于1986年就发现，在木霉生物农药和生物肥田间应用时，作物叶浓绿，叶片变宽变厚，茎杆变粗壮，产量明显提高。木霉生物育苗基质对辣椒育苗及其移栽后的生长具有显著促进作用，非洲木霉菌株TM2-4发酵液处理番茄种子，研究发现，与对照相比，种子发芽率提高了13.3％。

木霉可通过促进植物养分的吸收来促进植物生长，如固氮和解磷作用，研究表明，木霉定殖于植物根系后，其根外菌丝可以吸收不同形式的氮，并将同化的氮运输至寄主植物根系，而且木霉菌还可以通过不同途径促进植物对土壤中磷的吸收。溶磷木霉菌tang-10-11可以促进辣椒根际土壤难溶性磷转化成速效性磷，从而促进辣椒植株生长，提高产量和品质。此外，木霉还有促进铁等微量元素吸收的作用，通常土壤中的铁含量丰富，但在中性或碱性条件下，铁多以铁氧化合物的形式存在，不能被植物直接吸收利用，木霉可通过多种途径促进或抑制植物吸收铁元素。木霉还可以提高植物体内酶的活性，以促进植物的生长。黑曲霉侵染的花生为试验材料，研究表明，木霉菌处理可以提高花生超氧化物歧化酶(SOD)、谷胱甘肽过氧化物酶(GPX)、抗坏血酸过氧化物酶(APX)活性。绿木霉和哈茨木霉处理的黄瓜幼苗丙二醛含量显著降低，黄瓜幼苗细胞膜脂过氧化程度降低，因此可促进黄瓜幼苗生长。

木霉促进植物生长的间接机制包括木霉可以改变微生物落结构，招募根际有益微生物，提高土壤有效养分含量及吸收，提高根际有机物质的降解来提高植物养分的吸收利用，光合作用固定的碳有40％以上分泌到根际并引起根际激发效应，即新输入的有机物料促进土壤原有有机物质的分解，从而为植物提供大量及微量养分，促进植物的生长。

本发明的目的在于克服现有技术中的不足，采用能够捕食香蕉枯萎病菌4号生理小种的新种棘孢木霉制备成棘孢木霉生物有机肥，在防治香蕉枯萎病的同时能够高效促进作物生长。

本发明的第一个方面是提供一种高效促进作物生长的棘孢木霉生物有机肥，所述棘孢木霉生物有机肥含有棘孢木霉，所述棘孢木霉命名为棘孢木霉(Trichodermaasperellum)MM7，于2021年3月30日保藏于中国典型培养物保藏中心(CCTCC)，保藏编号为CCTCC NO： M2021302。

优选地，所述棘孢木霉生物有机肥中棘孢木霉有效活菌数(cfu)为≥0.2亿/g。

优选地，所述棘孢木霉生物有机肥中水分含量≤30wt％。

优选地，以干基计，所述棘孢木霉生物有机肥中有机质含量≥40.0wt％。

本发明的第二个方面是提供如本发明第一个方面所述的棘孢木霉生物有机肥或者棘孢木霉(Trichoderma asperellum)MM7在防治香蕉枯萎病和/或促进植物生长中的应用。

其中，所述棘孢木霉生物有机肥或者棘孢木霉(Trichoderma asperellum)MM7同时促进植物地上部分生长和地下部分生长。

其中，所述棘孢木霉生物有机肥或者棘孢木霉(Trichoderma asperellum)MM7提高植物株高，增大植物茎围，提高植物地上部分的鲜重和干重，提高植物地下部分的鲜重和干重，提高植物叶片叶绿素含量。

本发明的第三个方面是提供一种如本发明第一个方面所述的棘孢木霉生物有机肥的制备方法，将含有所述棘孢木霉的新鲜木霉种子液接入到混有糖蜜的木屑中发酵，既得。

其中，所述新鲜木霉种子液中棘孢木霉的有效活菌数(cfu)为107～109cfu/mL。

其中，本发明对新鲜木霉种子液的制备方法不作具体限定，本领域技术人员根据本领域的常规方法将本发明的棘孢木霉(Trichoderma asperellum)MM7接种至棘孢木霉常用种子培养基进行培养即可得到。在本发明的一个具体的实施方式中，是将棘孢木霉(Trichoderma asperellum)MM7接种至150g/L的糖蜜液体培养基，28℃下培养72h，得到新鲜木霉种子液。

优选地，所述制备方法具体为：糖蜜配置成浓度为40-60wt％的糖蜜水溶液，木屑暴晒2-4 天后，与糖蜜水溶液按重量比100：(20-30)的配比混匀，按照接种量8％-12％接入新鲜木霉种子液，自然发酵18-22天后，进行搅拌翻堆，通风10-14h后，按照接种量4％-6％接入新鲜木霉种子液，自然发酵28-32天制成木霉生物有机肥。

进一步优选地，所述制备方法为：糖蜜配置成浓度为50wt％的糖蜜水溶液，木屑暴晒3 天后，与糖蜜水溶液按重量比100：25的配比混匀，按照接种量10％接入新鲜木霉种子液，自然发酵20天后，进行搅拌翻堆，通风12h后，按照接种量5％接入新鲜木霉种子液，自然发酵 30天制成木霉生物有机肥。

在本发明中接种量为新鲜木霉种子液和固体培养基的体积/质量比，比如接种量10％是指新鲜木霉种子液和固体培养基的体积/质量比为10％。

本发明棘孢木霉生物有机肥含有新种棘孢木霉MM7，对香蕉枯萎病菌4号生理小种具有良好的抑菌作用，破坏Foc4病菌细胞，还能有效提高植物株高、增大植物茎围、提高植物地上部分的鲜重和干重、提高植物地下部分的鲜重和干重、提高植物叶片叶绿素含量等，同时促进植物地上部分生长和地下部分生长，为香蕉枯萎病害的防控以及促进植物的生长提供了新的思路和生防资源，具有广阔的发展空间和良好的开发应用前景。

图1为木霉菌MM7的扫描电镜图。

图2为基于ITS邻接法构建的木霉菌MM7与相关模式菌株系统发育树。

图3为琼脂点接法测定木霉菌MM7对Foc4的捕食作用结果。

图4为“十”字聚散法测定木霉菌MM7对Foc4的捕食作用结果。

图5为玻片法法测定木霉菌MM7对Foc4的捕食作用结果。

图6为木霉菌MM7处理后香蕉枯萎病菌菌丝捕食作用的扫描电镜图。其中，a为未处理的Foc4菌丝；b为经过木霉MM7处理的Foc4菌丝。

图7为木霉MM7对香蕉枯萎菌丝超微结构的透射电镜观察。其中，a为未处理Foc4的菌丝细胞，是正常的细胞结构的状态；b和c为为经木霉处理后Foc4细胞的超微结构变化。

图8为移栽60天后木霉生物有机肥对香蕉植株的生长影响结果。

下面参照附图，结合具体的实施例对本发明作进一步的说明，以更好地理解本发明。实施例中未注明具体技术或条件者，按照本领域内的文献所描述的技术或条件或者按照产品说明书进行。所用试剂或仪器未注明生产厂商者，均为可以通过市购获得的常规产品。

本发明的棘孢木霉菌，命名为棘孢木霉(Trichoderma asperellum)MM7，于2021年3 月30日保藏于中国典型培养物保藏中心(CCTCC)，保藏编号为CCTCC NO：M 2021302，地址在中国武汉的武汉大学。本发明的棘孢木霉MM7从采自中国采集海南省临高县香蕉根际土壤。

1试验材料

1.1供试样品

采集海南省临高县香蕉根际土壤，置于无菌封口袋中混匀、封口，于冰盒中保存。采集回来后，去除根系、石块等杂物，于冰箱4℃保存备用。

1.2供试培养基

本研究所用主要培养基包括分离培养基和生理生化特征观察培养基，见表1。

表1分离培养基的成分

1.3主要试剂

本研究所用主要试剂见表2。

表2主要生化试剂及来源

1.4实验仪器与设备

本研究所需主要仪器与设备见表3。

表3仪器和设备

1.5供试病原菌

香蕉枯萎病菌4号生理小种F.oxysporum f.sp.cubense Race 4(ATCC 76255)(Foc4)保藏于本研究室，用于抗真菌活性筛选及抑菌活性测定。

1.6供试香蕉苗

香蕉组培苗均为生长较为一致，5～6叶期的健康巴西蕉杯苗，由中国热带农业科学院儋州组培中心提供。

1.7供试发酵基质

糖蜜购自海南省临高县糖厂，木屑购自海南天地人生态农业股份有限公司。

1.8供试土壤

试验所用土壤取自海南省儋州市蕉园土壤(109°54'66"E,19°44′63"N)，土质为少砾粘土，理化性状指标为：含0.59％的有机质，0.09％的全氮(N)，pH为4.45，速效钾(K2O)含量为47.2mg/kg，有效磷(P2O5)含量为3.2mg/kg，碱解氮(N)含量为52.0mg/kg。

1.9分析软件

本章研究中使用的数据分析软件见表4。

表4分析软件及网址

2试验方法和结果

2.1蕉园土壤木霉菌的分离

称取5g新鲜的土壤样品，加入45mL的无菌水，置于180r/min的摇床上振荡30min，充分混匀得到悬浮液。采用10倍连续稀释法进行稀释，配制成10-1、10-2、10-3的悬浮液，取每个梯度的悬浮液100μL涂布于孟加拉红培养基特异性分离培养基，28℃倒置培养1-2周，每个梯度设置3个重复，待菌落长出后，挑取木霉的单菌落在PDA培养基进行划线纯化。

2.2活性菌株的分类鉴定

(1)形态特征扫描电镜观察

取2mL培养至对数期的木霉菌液，6000rpm离心1min，用0.1M的磷酸缓冲液洗涤三次后加入2.5％的戊二醛混匀后4℃静置过夜；离心去除戊二醛，用PBS清洗两次每次15min，依次用30％、50％、70％、80％、90％、100％的乙醇对菌体进行梯度脱水，每次15min，其中100％脱水处理两次，每次20min，随后用无水乙醇:乙酸异戊酯为1:1的混合液(v/v)处理30min，最后用乙酸异戊酯置换2h后涂在玻片上，喷金后使用扫描电镜观察。结果见图1，木霉菌 MM7产生灰孢子团，孢子表面具突刺。

(2)分子生物学鉴定

使用CTAB(十六烷基三甲基溴化铵，Hexadecyl trimethyl ammonium Bromide)法提取 DNA：①往1.5mL Ep管中放置少量石英砂，加入400μL 2％CTAB，再挑取适量菌体，65℃温浴40～60min(中间颠倒混匀)振荡。②加入400μLDNA提取酚混合液，盖紧管口，颠倒混匀。③12000rpm离心15min，取上清于一新的1.5mL Ep管中。④加入等体积异丙醇，-20℃，放置30min。⑤将冰冻后的样品离心管12000rpm离心10min，弃上清液，收集沉淀DNA。⑥加入500μL 70％乙醇漂洗，12000rpm离心2min，弃上清，自然风干。⑦加入30μL含有 RNase的ddH2O，37℃温浴30min。⑧电泳检测，剩下的样品-20℃保存。琼脂糖凝胶电泳结果显示，基因组DNA的目的条带较清晰，说明基因组DNA的纯度较高，可以用作PCR反应的模板。

将提取获得的DNA通过引物ITS1与ITS4(ITS1:5'-TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3'，ITS4: 5'-TCCTCCGCTTATTGATATGC-3')进行PCR扩增。PCR的反应体系见表5。PCR扩增的反应条件见表6

表5 ITS序列PCR反应体系

表6 ITS序列PCR扩增反应条件

②PCR产物的电泳检测：

PCR反应结束后，取5μL的PCR扩增产物在1％的琼脂糖凝胶上对菌株PCR产物进行电泳检测，根据目的片段的长度大小确定是否连接成功。检测结果显示，以基因组DNA为模板， ITS1和ITS4为引物进行ITS PCR扩增，得到了一条约600bp的条带。

③测序及序列比对分析：

将菌株PCR产物进行序列测定。将测得的ITS基因序列与保存在公共数据库GenBank和 NCBI数据库中已知的ITS序列进行同源性比较，选取15株同源性较高的标准菌株，利用MEGA version X软件中的neighbor-joining方法构建系统发育树(Kumar,et al.,2019)。

经测序获得菌株MM7 ITS序列全长为586bp，序列经校对后提交GenBank数据库。在基于Neighbour-Joining算法的进化树中，菌株MM7 ITS与Trichoderma asperellumBFyAs3在系统发育树中形成一个独立的分支，亲缘关系最近(图2)。结合形态特征结果，初步鉴定菌株 MM7为棘孢木霉(Trichoderma asperellum)。

2.3木霉菌对Foc4的捕食作用

(1)捕食作用初筛

以香蕉枯萎病菌为靶标菌，采用点接培养法测定木霉菌的捕食作用性。使用直径为5mm 的打孔器取长势一致的Foc4病菌的菌饼，接于每个PDA平板的一端，在距病原菌菌落5cm 处接纯化好的木霉菌，置于28℃的培养箱中倒置培养14d，以只接种Foc4的病菌作为对照，观察木霉菌的捕食结果，并计算抑菌率，抑菌率(％)＝(对照组菌落直径-接种木霉的菌落直径)/对照组菌落直径*100％。

结果如图3所示，在平板相距6cm的两端分别接种木霉菌MM7和香蕉枯萎病菌饼，3天后，木霉菌MM7向病原菌扩散生长，抑菌率为42.5％；7天后，木霉菌MM7开始覆盖病原菌，并对其进行捕食，抑菌率达81.7％；14天后，病原菌Foc4被木霉菌MM7全部捕食殆尽，抑菌率为100％。

(2)捕食作用复筛

将PDA培养基切割成2.5cm宽的“十”字型，在距中心3cm处接Foc4病菌的菌饼，而中心点接入木霉菌，每个处理三个重复，于28℃下倒置培养14d。观察木霉菌的捕食作用。结果如图4所示，在平板“十”字4个端点接Foc4，中心接入木霉，14天后，4个端点的病原菌Foc4被木霉菌MM7捕食。

2.4棘孢木霉MM7对玻片附着病原菌丝的捕食作用

在PDA平板培养基上接Foc4病菌菌饼，将无菌的盖玻片斜插在菌饼周边，于28℃恒温培养直至盖玻片上长满Foc4菌丝。用镊子小心取出盖玻片，菌丝附着面朝上放置于载玻片上，滴加50μL浓度为1×107cfu/mL的棘孢木霉MM7，将处理好的载玻片置于无菌培养皿中，以滴加无菌水的菌丝为对照，28℃培养48h，每个处理重复3次。使用光学显微镜观察Foc4 病菌菌丝的形态变化。结果如图5所示，CK对照中病原菌Foc4菌丝完整，而加入木霉菌MM7 后，在第3天，木霉菌MM7孢子聚集并附着在Foc4菌丝上，第7天，木霉孢子对Foc4菌丝进行捕食后，病原菌丝出现明显的稀缺、断裂及溶解等现象。

2.5扫描电镜观察棘孢木霉MM7对Foc4的捕食效应

使用直径为5mm的打孔器取长势一致的Foc4病菌的菌饼，接于每个PDA平板的一端，在距病原菌菌落5cm处接纯化好的木霉菌，置于28℃的培养箱中倒置培养5-7d，以只接种 Foc4的病菌作为对照。待棘孢木霉MM7和Foc4接触后，切取接触点的正方体小块，用0.1M的磷酸缓冲液洗涤三次后加入2.5％的戊二醛混匀后4℃静置过夜；离心去除戊二醛，用PBS清洗两次每次15min，依次用30％、50％、70％、80％、90％、100％的乙醇对菌体进行梯度脱水，每次15min，其中100％脱水处理两次，每次20min，随后用无水乙醇:乙酸异戊酯为1:1的混合液(v/v)处理30min，最后用乙酸异戊酯置换2h后涂在玻片上，喷金后，使用扫描电镜(SEM，model S-4800，Hitachi Limited，Japan)观察Foc4病菌菌丝的变化。

结果如图6所示。通过扫描电镜对木霉菌MM7处理的Foc4和对照组Foc4进行观察，未处理的Foc4菌丝形态完整、正常，结构线形，细胞壁光滑(图6a)。而经过木霉菌处理后的Foc4，木霉菌孢子富集在菌丝周围，并攀爬在菌丝上进行捕食，致使菌丝出现皱缩、干瘪、断裂等现象(图6b)。表明木霉菌MM7对Foc4具有明显的捕食作用。

2.6棘孢木霉MM7对Foc4细胞超微结构的影响

使用直径为5mm的打孔器取长势一致的Foc4病菌的菌饼，接于每个PDA平板的一端，在距病原菌菌落5cm处接纯化好的棘孢木霉MM7，置于28℃的培养箱中倒置培养5-7d，以只接种Foc4的病菌作为对照。待棘孢木霉MM7和Foc4接触后，切取接触点的正方体小块。样品经过脱水后使用环氧丙烷进行置换2次，每次15min。样品的包埋使用环氧丙烷：环氧树脂(1:1)溶液中浸泡1h，修成合适的大小和切面，使用超薄切片机切成70nm的切片(韩丹丹，2018)。切好的样品使用醋酸双阳铀溶液和柠檬酸铅溶液进行双重染，晾干。通过透射电子显微镜(TEM，JEM-1400Flash，Hitachi Limited，Japan)观察Foc4菌丝细胞的超微结构。

结果如图7所示。通过透射电镜观察经木霉菌MM7处理后Foc4菌丝超微结构的影响，未经理的Foc4病菌细胞形状分明，细胞壁光滑完整、厚薄均匀，细胞器种类齐全，且细胞质均匀，没有破损(图7a)。经木霉处理后，木霉聚集在细胞周围，细胞壁外层壁呈纤维状消解，细胞已分辨不出细胞器，且细胞器大多破损水解，细胞组织崩解，已无法生存(图7b)；Foc4 病菌细胞内的结构紊乱，细胞基质减少和浓缩，出现明显的空泡化现象(图7c)。说明木霉 MM7对Foc4细胞的捕食效用较强。

2.7木霉菌MM7对香蕉枯萎病的防效评价

试验采用盆栽的方式，于2021年5月到2021年7月在热带生物技术研究所顶楼大棚进行。实验设3个处理，分别为：H2O：只施加清水；Foc4：施加病原菌Foc4；T：经病原菌处理后，施加木霉菌MM7。每个处理选取生长情况、健康状况一致的3-4片叶子的香蕉幼苗各30株。

在盆栽实验进行两个月后，统计各个处理的香蕉苗的总叶片数和黄化叶片数，并借此计算出香蕉苗的病情指数和菌肥的防控效果。香蕉枯萎病的病情指数分级标准：0级，健康植株； 1级，有25％的黄化病叶；3级，有25％～50％的黄化病叶；5级，有50％～90％的黄化病叶；7 级，植株全部都是黄化病叶，植株死亡。香蕉枯萎病的病情指数及防控效果的计算公式如下：

病情指数＝(∑(各级病株数×该病级数))/(调查总株数×最高病级数)×100％

防控效果＝(对照病情指数-处理病情指数)/对照病情指数×100％

木霉菌MM7对香蕉盆栽苗香蕉枯萎病防治效果表7所示。Foc4处理组在60d后的病情指数为86.54％，发病严重，球茎出现明显黑化等现象；而木霉菌MM7处理组T的病情指数为17.33％，对香蕉枯萎病的防治效果达到79.97％，说明木霉菌MM7定殖土壤中，捕食了香蕉根系土壤中Foc4病原菌，对香蕉枯萎病起到较好的防治效果，可以抑制香蕉枯萎病菌的侵染。

表7木霉菌MM7对香蕉枯萎病的防治效果

2.8木霉生物有机肥的研制

2.8.1木霉种子液制备

称取糖蜜，配置浓度为150g/L的糖蜜液体培养基，分装在5000mL三角瓶中，于121℃灭菌25分钟，待冷却后接入新鲜的木霉菌种，在28℃条件下，180rpm/min摇床培养72h，制成新鲜的木霉种子液。新鲜木霉种子液中棘孢木霉MM7的有效活菌数(cfu)为2×108 cfu/mL。

2.8.2木霉生物有机肥的研制

糖蜜配置成浓度为50wt％的糖蜜水溶液，木屑暴晒3天后，与糖蜜水溶液按重量比100： 25的配比混匀，按照接种量10％接入新鲜木霉种子液，自然发酵20天后，进行搅拌翻堆，通风12h后，按照接种量5％接入新鲜木霉种子液，自然发酵30天制成木霉生物有机肥。

木屑经木霉菌MM7发酵后，制成木霉生物有机肥产品，产品表面呈绿，木霉菌MM7有效活菌数(cfu)为≥0.2亿/g，水分含量≤30wt％，有机质(以干基计)≥40.0wt％。

2.8.3盆栽促生试验

本研究的盆栽实验于2021年5月到7月于热带生物技术研究所顶楼大棚进行。实验设3 个处理，如表8所示。

表8盆栽实验处理

选取生长情况、健康状况一致的5到6片叶子的香蕉幼苗进行盆栽实验，每盆土壤中1kg，将香蕉苗栽种于塑料盆钵中。每十天施一次肥，施肥量为100g/次，共计6次。每个处理香蕉苗盆栽为10株。盆栽实验期间，各处理的其他管理措施都保持一致。检测菌肥对香蕉苗农艺性状的影响，结果如图8和表9-10所示。

(1)香蕉苗的株高

移栽后60d测量香蕉苗的株高。香蕉苗的株高是用最小刻度为0.1cm的直尺从盆栽的基质表面开始量起，到最顶上展开叶的叶柄与假茎交汇处为止。

(2)香蕉苗的茎粗

移栽后60d测量香蕉苗的茎粗。测量香蕉苗的茎粗是用最小刻度为0.1cm的卷尺测量的，测量的是香蕉球茎以上3cm处的假茎的直径。

(3)香蕉苗的叶绿素

移栽后20d、40d、60d测量香蕉苗的叶绿素。叶绿素含量的测定采用丙酮(乙醇)提取法。取待测新鲜香蕉植物叶片，用去离子水清洗，然后用滤纸吸干水分，剪碎(去掉中脉)，混匀。称取剪碎的新鲜样品0.2g，共3份，在研钵中加液氮研磨，然后加入2ml的95％乙醇浸提，将浸提液转移到2ml的EP管中，于4℃，12000rpm离心15min，取上清，上清用于叶绿素含量测定。以95％乙醇为空白，把叶绿体素提取液倒入光径1cm的比杯内在波长665nm、649nm下测定吸光度。将测定得到的吸光值代入下面的式子：Ca＝13.95A665－6.88A649；Cb＝24.96A649－7.32A665。据此即可得到叶绿素a和叶绿素b的浓度(Ca、Cb：mg/L)，二者之和为总叶绿素的浓度。根据下式求出植物组织中叶绿素的含量：

叶绿素的含量(mg/g)＝[叶绿素的浓度×提取液体积×稀释倍数]/样品鲜重。

(4)香蕉苗的鲜重

移栽后60d测量香蕉苗的鲜重。将收获的香蕉苗去除根部土壤，放在清水中清洗，放在报纸上晾干，测量香蕉苗的鲜重。

(5)香蕉苗的干重

将上述处理好的香蕉苗装在空信封中，在烘箱中，以80℃恒温烘干5d，然后取出已经烘干的香蕉苗进行测重。

从图3和表8可以看出，T2处理组为木霉生物有机肥处理组，对香蕉苗具有显著的促生长作用。T2处理组香蕉苗生理指标显著高于T1和CK组，平均株高为52.84cm，平均茎围为 6.7cm。分别是CK的1.26、1.20倍。T2处理组的植株生物量也均显著高于T1和CK组，T2 处理组地上部分鲜重为47.80g·plant-1，地上部分干重为4.26g·plant-1，分别比CK高出1.53倍和 1.54倍，而地下部分鲜重为18.5g·plant-1，地下部分干重为0.76g·plant-1，分别比CK高出1.11 倍和1.17倍，说明木霉生物有机肥不仅对植物地下部的生长有高效促生长作用，且对地上部分也有显著的促生长作用。

由图3和和表9可知，香蕉叶片中的叶绿素随着生长时间的增长，整体显著性提高。T2 处理组香蕉叶片中的叶绿素显著高于T1和CK组，且随着时间的增长系数显著大于比较T1 和CK组。香蕉植株生长第60d时，CK的叶绿素含量为0.76mg/g，T1处理组的绿叶素含量为0.88，T2处理组的绿叶素含量为0.98，T2处理组分别是T1和CK组的1.11倍和1.29倍，结果表明，木霉生物有机肥有利于提高香蕉叶片的叶绿素含量。

表9木霉生物有机肥对香蕉植株的生长影响

注：表中不同的小写字母表示处理间差异显著(P<0.05)

表10木霉生物有机肥对香蕉叶片叶绿含量的影响

注：各列后面不同的小写字母表示不同处理差异显著性(P＜0.05)。

以上对本发明的具体实施例进行了详细描述，但其只是作为范例，本发明并不限制于以上描述的具体实施例。对于本领域技术人员而言，任何对本发明进行的等同修改和替代也都在本发明的范畴之中。因此，在不脱离本发明的精神和范围下所作的均等变换和修改，都应涵盖在本发明的范围内。