1.50%甲醇浸泡15分钟(置于摇摆床上,以下省略,本步骤两次,每15分钟更换一次)
2.10%甲醇浸泡10分钟
3.水漂洗3大理石测量平台次,每次数秒
5.0.1%硝酸银溶液浸泡20分钟
6.水漂洗3次,每次不超过15秒(每次约150ML)
7.显液漂洗3次,每次不超过15秒(每次约100ML)
8.显液浸泡显至看到目的蛋白带(约200ML)
9.10G柠檬酸定影
显液:15G无水碳酸钠溶于500ml水,用前加入250μL福尔马林搅拌均匀
水用双蒸水就可以,纯度越高越好,其他试剂用分析纯,据书上说甲醇用化学纯的比分析纯更灵敏
此方法出自冷泉港蛋白质技术指南(实际上是其蛋白质技术会议的总结)灵敏度稍低于分子克隆上老方法,但是非常方便,也比其他方法快速,只需要1.5小时,我染出来的胶非常漂亮,有需要的话可以上传给大家看看 阻塞密度一般来说，高背景是由于杂质产生的，银染的水质很重要，最好要用去离子水或双蒸水，装胶的器皿也一定要洗得很干净。固定、银染之后均需充分的漂洗。
其实银染就是银镜反应，可能是你的样品浓度高，所以白了，浓度更高还会变成一条能反光的带。固定时间不需加长，我有时来不及还减少固定时间，银染关键是器皿和溶液干净，显前胶一定要漂干净
大板本来效果就差点，浓度越大，条带形状越差，这也很正常，银染薄点的胶效果要好些，因为染的是表面的蛋白 1. 取下凝胶,蒸馏水冼胶30秒.
2. 0.1% 硝酸银染10分钟.
3. 弃去染液,蒸馏水洗胶1分钟.数字媒体播放系统
4.显液显15秒,换用新的显液,显清条带为止.
显液配方: 10克氢氧化钠+0.2克碳酸钠+2m甲醛溶液,定溶到500ml.
这个染方法挺好的,我用过.注意染时间不能长.
材料没什么要求，玻璃会更好一点，但不好搞到，我们是见到什么大小合适就用什么。
液体的量一般是胶体积的5倍，比如13×13×0.1cm的胶，用一百ml一定够，80也行。
我的经验是：1.取下凝胶用去离子水冼胶30秒三次，
2.0.1% 硝酸银染10分钟.
3.弃去染液,蒸馏水洗胶1分钟（换2次去离子水）
4.显液显15秒,换用新的显液,显清条带为止.不要试图将所有的条带都显出来，要求越高可能导致背景就深，
5.染后要用固定液（冰乙酸）终止染，
机器人定位
6.固定3分钟后再用去离子水洗涤2遍（整个试验比较费去离子水）。
我的做法是这样的，染效果还可以
10%的乙醇固定10分钟，ddH2O洗一次， 2分钟。
1%的硝酸脱4分钟，ddH2O洗两次，每次1分钟。
0.2%AgNO3染20分钟，ddH2O洗三次，每次1分钟。
NaCO3-甲醛显至条带出现。
我的感觉是乙醇和硝酸重复使用的次数不要太多，这样效果不好，NaCO3-甲醛得质量很关键，我们有一次换了试剂，效果非常差
银染法分以下几个程序：
1、固定
2、敏化
3、银育
4、显影
5、停显
此外，其间还有数步的漂洗程序。
在你的银染方法中没有敏化过程，不过也中可以的，只是灵敏度会下降。
银染法还可分为碱性银染和酸性银染法，
为何称为酸法？是指硝酸银这一强酸弱碱盐溶液因水解呈酸性而得名？
何为二胺类银染法？俺知道有银铵法，即在硝酸银溶液中加入氢氧化钠，银离子在氢氧化钠的作用下生成氢氧化银沉淀，后加入过量氨水，形成可溶的银铵络和物，而后者经甲醛还原为单质银颗粒。二胺法可是指此络和物为二铵盐？您这里的“巧克力工艺品胺”应为“铵”。
至于敏化作用，众说纷纭，且银染的灵敏度相当高，对常规分子生物学实验已是牛刀小用，敏化俺认为还是不用的好，因为对背景不利。
对于银染的研究在80年代的electrophoresis杂志中多有报道。
电子管功放制作小经验：为便于控制显影速度，得到最佳的信噪比，银染的显影液温度不要过高，以10度左右为宜，高则易显影过度，背景深，低则显影时间长。
请兔子兄将您的大作上传，大家学习学习。
有人建议在显液中加0.02%的硫代硫酸钠来降低背景，我还未实践，不知牛兄和兔兄有无此经验？
还有灌胶用的玻璃板是否已经洗干净。
染液:1g硝酸银、1升水
显影液：20g氢氧化钠、0.4g碳酸钠、4ml甲醛、1升水
步骤：1、将要染的胶板用水清洗10—15s
2、放入染液中摇床轻摇8—10min
3、用水清洗10—15s，再加入少许显影液摇10—15s
4、放入显影液中摇床轻摇5min左右直至条带清晰。
此种方法染出的胶底淡黄，带清晰。不足之处就是不易保存，在胶干透之前最好拍照或扫描。
固定:１０% 乙醇+０.５%冰醋酸 ３分钟
染: ０.２% ＡgNO3 + 10% 乙醇+0.5% 冰醋酸 12分钟
清水漂洗 10-15s
显： 3% NaOH + 0.5% 甲醛（用时加）10min左右
对比以后觉得比那个用Na2CO3显的方法好多了，无论是花费的时间还是银染的效果。呵，传张胶的照片佐证啊！顺便请教一下各位，为什么我跑电泳的时候靠近电极的一端总是比另一端慢呢？电压太高？
你这样显是不规范的， 具体显步骤如下：
1.2.5.3 银染
（1）固定：将粘胶的玻璃板（胶面向上）置于固定/终止液（10%冰醋酸溶液），振荡20分钟左右至指示剂颜脱掉为止。
（2）清洗：用蒸馏水振荡洗涤凝胶3次，每次5分钟，凝胶板从水中取出后，竖直控水15秒。
（3）染：将胶板移至染液（1gAgNO3溶于1L水，加入37％甲醛1.5ml（用时加）），轻摇35分钟。
（4）显影：将染后的凝胶板放入蒸馏水中2-3秒，迅速取出并竖直控水，随后把胶板放入预冷的显影液中（30g无水Na2CO3溶于1L水中，放在4℃预冷，使用时加入1.5ml 37％甲醛和200ul硫代硫酸钠（10mg/ml））。振荡显影至条带颜深浅合适。
（5）定影：将胶板放入第一步反应的固定/终止液中，轻摇7-8分钟。
（6）清洗：用蒸馏水清洗几分钟，取出晾干。
（7）扫描胶，出差异带，并进行条带统计
甲醛在银染当中的作用，求教各位大侠
在此发表自己的一点拙见：
１，关于甲醛在银染中的作用：
在显步骤（developing)中：甲醛的作用是充当还原剂，反应式如下：
ＨＣＨＯ＋２ＯＨ- ——ＨＣＯＯＨ＋Ｈ2Ｏ＋２e-，失电子而Ａg+得电子
在银染步骤中（impregnation)中，其作用主要是增敏
原理偶不是非常清楚，应该是加速与蛋白质结合的Ａg+的还原。
有文献讲到过（很老的了，不到了，应该是ELECTROPHORESIS上８０年代的文章，上世纪），低浓度甲醛与蛋白质的结合是可逆的，其并不阻止蛋白质氨基酸残基与Ａg+结合；而高浓度甲醛与蛋白质的结合不可逆，而且造成蛋白质广范围交联（是不是有点类似于戊二醛？），并抑制Ag+与蛋白质的结合，同时甲醛不能被释放出来用于还原。
至于究竟具体是什么机制造成与质谱不兼容，偶也不知道（不好意思的说）
想说的一点是，既然两种方法都已经证明optimized for maldi-tof，那么应该都没有问题，如果您还有狐疑，那么，用amersham的方法吧，毕竟人的心态都更倾向于保险
硫代硫酸钠：增敏时形成潜像
硝酸银：形成显的像素点
甲醛：还原剂，将银离子还原为零价银。
终止液：一种配方中的EDTA将银螯合，另一种配方的HAc改变pH，使甲醛在酸性pH下的还原能力降低，（个人经验：HAc终止反应不是很彻底，有一次我用HAc终止反应，但没有更换buffer，结果过夜放置后胶变黑了）
一点看法，抛砖引玉。
一个高灵敏度的质谱相容性银染法
这种方法不用戊二醛，所以是质谱相容的，而且由于甲醛用量很低，其质谱相容性高于其它的相容性银染方法；灵敏度可以与双胺法银染相近，但比双胺法稳定，基本上没有负染现象，值得一试！
for 1mm SDS PAGE：
固定：50%甲醇，5%乙酸 20min
醇洗：50%甲醇 10min
水洗：ddH2O 10min
敏化：0.02%硫代硫酸钠 1min
水洗：ddH2O 2×1min
银染：冰冷的0.1%AgNO3 20min（4℃） （我是把它扔到冰箱里染的）
水洗：ddH2O 2×1min
显影：0.04% 37%甲醛，2%无水碳酸钠 显影至蛋白点清晰
这一步要注意在液体变黄时及时更换新鲜的溶液，一般要换四次左右，头几次很快，第一次可能只要几秒就黄了
停显：5%乙酸
保存：1%乙酸
对于1.5mm的胶：
固定：50%甲醇，5%乙酸 20min
醇洗：50%甲醇 10min
水洗：ddH2O 2×10min
敏化：0.02%硫代硫酸钠 2min
水洗：ddH2O 3×1min
银染：冰冷的0.1%AgNO3 30min（4℃） （我是把它扔到冰箱里染的）
水洗：ddH2O 3×1min
显影：0.04% 37%甲醛，2%无水碳酸钠 显影至蛋白点清晰 约十分钟，期间注意及更换新鲜溶液，保持溶液不变黄！
停显：5%乙酸
保存：1%乙酸
除了银染外，全过程均需摇动。
是我用过最好的银染法，我用过双胺法，安玛西亚的方法，还有其它 的一些，安玛西亚的方法加戊二醛时的灵敏度只与此方法相当，约为考染的50－100倍，胶体考染的10倍，锌负染的两倍。
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