实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验医用脚轮
工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定
实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下： （1）小鼠
用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤
即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠
捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔
家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。 二、实验动物的标记方法
确定作为实验用的动物，应分别进行编号登记。选择何种编号、登记的标记方法，则依据实验动物数量、观察时间长短而定。
（1）皮毛涂法
常用于大鼠、小鼠、豚鼠等实验动物。即以饱和酒精溶液（黄）代表个位数；中性红（或品红）溶液（红）代表十位数，涂在动物体表特定部位的皮毛上，不同部位代表不同数目，如下图1-2所示。
（2）剪耳标记法
在动物耳朵边缘不同部位剪口或耳朵不同部位剪一小孔，以代表一定的数序。此种标记方法清楚，保存时间长，适用于较长期进行试验观察时采用。
（3）烙印法
用刺激钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的墨黑在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。
（4）用金属制的号牌固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上
对于猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛即可。
卷钉三、实验动物性别鉴别
受试物不同性别可有不同的毒性作用，或由于目的要求不同，往往需选用不同性别的动物进行试验观察。
大鼠和小鼠的性别鉴定，烫贴见实验表1－l。
实验表1－1 雌鼠和雄鼠的鉴别
雄 性（♂） | 雌 性（♀） | 备 注 |
生殖器离肛门较远，阴部有毛 生殖器呈圆尖形突出 会阴处有睾丸，有时升入腹腔 | 生殖器离肛门较近，生殖器和肛门间无毛 生殖器呈圆形且有凹槽和阴道开口 胸腹部有明显的乳头（大鼠6对，小鼠5对） | 仔鼠性别主要以生殖器距肛门远近来鉴别，雄性距离远，雌性距离近 |
| | |
四、实验动物的分组
实验时，在动物数量较多的情况下，必须进行分组。为避免主观上有意或无意地偏见，减少因其他个体因素带来的偏差，使实验结果比较准确可靠，因此，实验动物均应采用随机分组的方法。常用的随机分组方法有：
（1）随机区组法
例如欲将42只大鼠分配于7个组内，每组6只鼠，可按如下方式进行。将大鼠逐个称体重，体重接近的7只鼠同置于一笼中（每鼠作上记号并登记体重）为一个区组。共计6个区组，然后从1～7号编7个签，于第一宠内任取一鼠，同时抽签得3号，此鼠则放入第3组内，依次抽完7个签，则第一笼内大鼠随机分配于7个组内。第二到第六笼大鼠按同样方法抽签分配于实验组。这样各组动物分配比较均匀，平均体重亦很接近。
（2）“随机数字表”分组法
该分组法比较麻烦，建议使用第一种。
如有动物18只，按其体重轻重次序编号为1，2，3，4…18号，试用随机方法将其分配到甲、乙、丙三组中去。
查“随机数字表”得18个数宇，各数字一律以3除之，将余数为第3行，余数1者分入甲组，余数2者分入乙组，除尽者写上除数3，分入丙组，结果如下表1－2所示。
实验表1－2 完全随机设计举例（分3组）
动物编号 | 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | 7 | 8 | 9 | 10 | 11 | 12 | 13 | 14 | 15 | 16 | 17 | 18 |
随机数字 | 14 | 23 | 49 | 46 | 21 | 62 | 45 | 34 | 22 | 19 | 22 | 64 | 61 | 73 | 电子煎药壶20 | 63 | 83 | 76 |
以3除后余数 | 2 | 2 | 1 | 1 | 3 | 2 | 3 | 1 | 1 | 1 | 1 | 1 | 1 | 1 | 接触式位移传感器2 | 3 | 1 | 2 |
组别 | 乙 | 乙 | 甲 | 甲 | 丙 | 乙 | 丙 | 甲 | 甲 | 甲 | 甲 | 甲 | 甲 | 甲 | 乙 | 丙 | 甲 | 乙 |
| | | | | | | | | | | | | | | | | | |
甲组动物号为：3，4，8，9，10，11，12，13，14，17（10只）
乙组动物号为：1，2，6，15，18（5只）
丙组动物号为：5，7，16（3只）
如果要求3个组动物数相等，则须将甲组中动物随机抽出1只到乙组中去，抽出3只到丙组中去，按下法进行。
从“随机数字表”查得4个数字（因要从甲组调出4只动物），48，62，91，73，分别以10，9，8，7除之（因要使原分配到甲组中的10只动物都有被调出的可能，并要依次使剩下的9，8，7只动物都有被调出的可能），取得数据如实验表1—3所示。
实验表1－3 完全随机设计举例（调组）
随机数字 | 48 | 62 | 91 | 73 |
制造化妆品除 数 | 10 | 9 | 8 | 7 |
余 数 | 8 | 8 | 3 | 3 |
| | | | |
即应把甲组10只动物中的第8只（即13号）调入乙组，剩下9只中的第8只（即14号）调入丙组，剩下8只动物中的第3只（即8号）调入丙组，剩下7只动物中的第3只（即9号）调入丙组，经调整后为：
甲组动物号为：3，4，10，11，12，17
乙组动物号为：l，2，6，13，15，18
丙组动物号为：5，7，8，9，14，16
五．实验动物的处
对实验动物进行处死，总的要求是处死尽量快速，不使动物机体发生与毒理实验无关的病理变化、操作简便为原则。处死的常用方法，依实验的目的要求及动物种类不同而定。
（1）脱颈椎法
适用于对小动物（大、小白鼠）处死。用左手姆、食指捏住头颈部，右手抓住尾巴用力向后拉，使脊髓与颈椎处拉断，动物立即死亡。
（2）断头法
适于对大、小白鼠进行处死。
（3）麻醉法
将动物放入预先洒有麻醉剂（如氯仿或乙醚）的密闭容器内，使动物麻醉致死。大动物则须用注射麻醉剂法进行。
（4）空气栓塞法
用注射器向动物静脉内迅速注入一定量的空气，使动物血管内形成大量气栓而致死。此法适用于大动物的处死。
六、试验动物的解剖检查
在毒理学的试验中，对实验动物进行大体解剖，观察各脏器有无异常，是病理形态学检查的重要一环。试验过程中发生死亡的动物或是试验终止经处死的动物，都应及时检验，否则由于组织腐败、自溶、影响实验结果的正确性。
（1）动物的解剖操作
在进行解剖检查前，首先复查动物的编号、实验组别、秤体重，然后进行一般的体表状况
的观察。将动物放在解剖台（板）上仰卧固定用纱布沾取5％来苏尔液或普通水，湿润胸和腹部的皮毛。左手用有齿镊子将耻骨联合前的皮肤提起剪一横口，然后用圆头剪刀从开口处沿腹中线直至颈部，剪开皮肤和胸腹部肌肉，并以这条线起向四肢剪开，分别翻开至两侧，以暴露腹腔，仔细观察及记录腹膜、肝脏、胃、脾、肠、两肾、肠系膜等脏器的情况，如有无出血、化脓、粘连、颜异常、渗出液的量及性质、肿块等。随之用圆头剪以倒“V”字形剪口开至肋骨，自下而上斜至颈部，剪下前胸部分，仔细地观察及记录胸部各脏器的情况。
（2）内脏器官的摘出
观察各脏器的位置、形态、外观情况后，可采用一起移出或按一定顺序个别摘除方法取出。一起移出方法，首先是从喉头处将气管及食管、血管一起切断，而后用止血钳夹住拉起，从背脊部和胸腹腔壁自上而下逐步剥离一起取出。若按个别器官顺序摘除，则从腹腔开始，先取脾脏，然后从横隔处切断食管及近肛门的直肠，将胃、胰、肠一起取出，最后取肝脏及肾脏。胸腔脏器则先摘出心脏，再取肺及甲状腺等。脑的摘出系使动物取俯卧位固定于板上，用剪自鼻至枕部沿正中线剪开皮肤并剥离而露出整个颅壳，而后依据动物大
小，用正中矢状切口或水平环状切口，将颅骨切开，用镊子小心的将一块块的颅骨剥除，至使脑整个露出。用眼科剪刀剪断脊髓及颅底各神经，即可取出脑。
（3）内脏器官的肉眼观察检查
实质器官重点是观察脏器的颜、形状大小、有无肿胀、肿块、充血、出血、坏死、软硬度、表面及边缘有无异常；切开后切面有无外翻、粘连，各种结构层次是否清晰等。空腔器官主要是观察其内容物的量和性质，粘膜有无水肿、充血、溃疡、坏死等变化。
动物经解剖及脏器观察检查后，即可选取标本进行固定，留待制作组织切片进行显微镜观察。
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