实验目的：掌握动物实验的基本操作
一、实验动物的选择及捉拿固定
（一）实验动物的选择
1．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验 ？
小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期 20 天左右，常用于实验及抗癌药实验。
2．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验 ？
编织袋折边器大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。
大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。 药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。
3．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？
家兔属于草食性动物，性情温顺但居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行性和嗜睡性。它主要利用呼吸散热维持体温平衡，耐冷不耐热，厌湿喜干。家兔广泛应用于医学研究中。由于兔耳血管丰富，耳静脉表浅，易暴露，是静脉给药及采血的最佳部位。兔的减压神经在颈部与迷走交感神经分开走行而自成一束， 常用于研究减压神经与心血管活动的关系。家兔的体温调节较稳定，反应灵敏，常用于发热研究和热源试验，是药品质控中热源检查的指定动物。家兔对组织胺不敏感，不发生呕吐，因此不适用于组织胺过敏性休克、催吐和镇吐药物的研究。
（二）实验动物的捉拿固定
正确的捉拿固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。
1、如何正确捉拿及固定小白鼠？
小鼠性情温顺， 一般不会主动咬人， 但取用时动作也要轻缓。 抓取时先用右手提起鼠尾，放在鼠笼盖上或易攀抓的粗糟面上，将鼠尾向后轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糟面，迅速用左手拇指及食指沿其背向前捏住两耳和头颈部皮肤， 将小鼠尾巴夹在无名指、 小指和手掌之间。
小鼠性情温顺， 一般不会主动咬人， 但取用时动作也要轻缓。 抓取时先用右手提起鼠尾，放在鼠笼盖上或易攀抓的粗糟面上，将鼠尾向后轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糟面，迅速用左手拇指及食指沿其背向前捏住两耳和头颈部皮肤， 将小鼠尾巴夹在无名指、 小指和手掌之间。
2、如何正确捉拿及固定大白鼠？
以防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指， 捉拿时最好带上防护手套， 右手抓住鼠尾立即提起，放在易攀抓的粗糟面上，用左手拇指和食指抓住其两颊及后枕部皮肤，充分固定慎防咬伤，其余手指握住整个鼠体，注意握力不要太大，以免大鼠窒息死亡。然后将其腹部向上，作腹腔麻醉，最后固定。
隧道式搪瓷烧结炉
3、如何正确捉拿及固定家兔？
家兔比较驯服不会咬人，但脚抓较尖，应避免抓伤。首先右手抓住兔的颈背部皮肤，轻轻提起，左手托起臀部，使兔成坐位姿势，切忌捉拿双耳。把兔放入固定器内，开始麻醉。将麻醉好的家兔取仰卧位， 用一根棉绳的一端打个活节套牵引兔的两只上门齿， 另一端栓在手术台前端的铁柱上。四肢固定方法参照狗的四肢固定法。（首先将狗放到解剖台上， 把颈部拉直固定好头部， 取绳索用其一端分别绑在前肢的腕关节上部和后肢的踝关节上部，绳索的另一端分别固定在实验台同侧的固定钩上。固定两前肢时，亦可将两根绳索交叉从狗的背后穿过，分别绑在实验台两侧的固定钩上。）
（1）为什么要对实验动物进行编号标记？标记的方法有几种？
动物在实验前常常需要作适当的分组， 不同的体重或相同的体重放在同一个笼时， 这就需要编号标记。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用、无明显损伤、无毒和易辨认等要求。标记的方法有染标记法、号牌法、打孔剪口法和剃毛、剪毛法。
（2）实验动物染标记法是如何进行的？
染标记法在实验室中最常使用， 也很方便， 常用化学药品涂染动物背部或四肢一定部位的皮毛，代表一定的编号，常用的涂染化学药品有：黄：3%~5%溶液；红：0.5%中性红或品红溶液；咖啡：20%硝酸银溶液；黑：煤焦油的酒精溶液。标记的方法是用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物的不同部位涂上斑点（）以示不同号码。动物染编号的原则是先左后右，先上后下，如：在鼠的左前腿上为 1 号，左侧腹部位为 2 号，左后退为 3 号，头顶部为 4 号，腰背部为 5 号，尾基部为 6 号，右前腿为 7 号，右侧腰部为 8 号，右后退为 9 号，空白为 10 号。如动物编号较多可在动物两个部位分别涂同，如：双前肢为 11 号，双后肢为 12 号，左前左后肢为 13 号等，反复交错，增加涂数。此种方法常适用于小鼠、大鼠、家兔、豚鼠等。
1、实验动物处死的原则是什么？
动物的处死原则是处死时间短， 尽量减少实验动物死亡过程中的挣扎和人为损伤， 避免处
死方法不当而人为造成脏器及细胞形态改变。处死动物的方法依实验目的和动物不同而定。
2、实验动物常用的处死方法有哪些？各是怎样进行的？
常用的方法如下：①颈椎脱臼法：常用于小鼠的处死。用镊子或左手的拇指、食指压
住小鼠的头部，右手拉住尾巴，用劲向后一拉，使之颈椎脱臼，瞬间死亡；②打击法：常用于小鼠或大鼠的处死。 手抓住尾巴并提起， 鼠头向下用木棒击打鼠头， 致鼠死亡； ③断头法：在鼠颈部用剪刀快速将鼠头剪掉，鼠因断头和大出血而死亡；④注射麻醉法：注射钠麻醉处死。豚鼠可用其麻醉剂量 3 倍以上的量腹腔内注射。猫可用此药麻醉剂量的 2~3倍量静脉或腹腔内注射。兔可用该药 1.5~2ml/kg（50mg/ml）的剂量急速注入耳缘静脉内。狗用本药 100mg/kg 静脉注射；⑤吸入麻醉法：应用过量吸入乙醚麻醉的方法处死。小鼠和大鼠在 20~30 s 进入麻醉状态， 3~5min 死亡。 应用此法处死豚鼠时， 其肺和脑可有小出血点，在病理解剖时宜注意。猫亦可用此法处死；大量放血法：鼠可采用眼眶动、静脉大量放血致死。家兔、猫、狗等动物可在麻醉状态下，暴露其颈动脉，用动脉夹夹住动脉，插好动脉插管后，放开动脉夹，轻轻压迫胸部，即可因大量放血致死；
动力钳⑥二氧化碳吸入法：将待处死动物笼盒放进大塑料袋内， 挤出袋中的空气后， 将连接在二氧化碳钢瓶上的软管的另一端放入袋内，握紧袋口。送入二氧化碳气体，当袋半鼓起时停止送气体，密封袋口，动物吸入二氧化碳后，不经兴奋期，即于 30s 至 30min 内死亡；⑦空气栓塞法：用注射器将空气急速注入动物静脉内，可迅速将动物致死。小鼠可注入 0.3~0.5ml；家兔和猫注入 10~20ml；犬可注入 70~150ml 空气。
3、实验结束后如何处理动物？
点焊机电极>土豆炮点火装置
实验结束后， 除有些实验根据需要取出有关脏器组织作组织学分析或解剖学观察外， 一般应将动物及时处死。以实验室为单位，统一放入塑料袋内，由专人负责集中到指定的处理动物地点进行处理。处理的方式有：① 集中焚烧 ② 实验中应用剧毒药品或有害物质的动物应做特殊处理，如深埋等。动物处死后，及时将动物笼用消毒液进行消毒，防止有其他病毒或传染疾病带入实验室。
思考题：实验结束后如何处理动物？
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